MANUAL DE PRACTICAS DE QUIMICA ORGANICA I

Manual de prácticas de química orgánica I • Miguel Ángel García Sánchez

Casa abierta al tiempo

UNIVERSIDAD AUTONOMA METROPOLITANA UNIDAD IZTAPALAPA

DERECHOS RESERVADOS © 2004, Universidad Autónoma Metropolitana (México). Prohibida la reproducción de esta obra así como la distribución y venta fuera del ámbito de la UAM®. E-libro Bibliomedia [email protected]


Miguel Ángel García Sánchez nació en la ciudad de México el 25 de marzo de 1965. Es egresado de la Universidad Autónoma Metropolitana, donde obtuvo el título de químico en el año de 1990. Culminó estudios de maestría en Química (Inorgánica) en 1993 y actualmente está próximo a presentar su tesis de doctorado en la misma institución. Ha sido profesor en la UAM-I desde 1990 y profesor de la FES-Zaragoza de la UNAM de 1992 a 1996. En ambas instituciones ha impartido diversos cursos de ramas de la química. Es autor de tres artículos de investigación publicados en revistas internacionales. Actualmente realiza investigación sobre síntesis, caracterización, propiedades y aplicabilidad de macrociclos orgánicos, así como sobre su incorporación en redes inorgánicas por el método sol gel. Ha presentado más de treinta trabajos de investigación en congresos nacionales e internacionales. Es profesor de tiempo completo en el Área de Química Inorgánica del Departamento de Química de la UAM-Iztapalapa. Durante toda su formación ha sido alumno del Profesor Distinguido Dr. Antonio Campero Celis.



Manual de prácticas de química orgánica I



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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANA


Dr. Luis Mier y Terán Casanueva Rector General Dr. Ricardo Solís Rosales Secretario General UNIDAD IZTAPALAPA Dr. José Lema Labadie Rector Mtro. Javier Rodríguez Lagunas Secretario Dr. Gerardo Saucedo Castañeda Director de la División de Ciencias Biológicas y de la Salud Dr. Alberto Rojas Hernández Jefe del Departamento de Química Mtro. Daniel Toledo Beltrán Coordinador de Extensión Universitaria Ma. del Rosario Hoyos Alea Jefa de la Sección de Producción Editorial



Manual de prácticas de química orgánica I M. Q. Miguel Ángel García Sánchez



Primera impresión: 2002

© UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANA UNIDAD ETAPALAPA Av. San Rafael Atlixco No. 186 Col. Vicentina Iztapalapa, 09340, México, D.F.

ISBN: 970-31-0052-X Impreso y hecho en México / Printed in México



índice

Prólogo

9

Dedicatoria

11

Práctica 1:

Normas de seguridad

13

Práctica 2:

Identificación de grupos funcionales orgánicos

21

Práctica 3:

Aislamiento de limoneno de naranjas

35

Práctica 4:

Aislamiento de la cafeína a partir del Té o el café

41

Práctica 5:

Extracción y recristalización de un fármaco

45

Práctica 6:

Cromatografía I: en capa

53

Práctica 7:

Cromatografía II: en columna

Práctica 8:

Isomería cis-trans: isomerización del ácido

fina

maleico a fumárico Práctica 9:

59

67

Reacciones de sustitución nucleofílica (SN): síntesis de los cloruros de «-butilo y tert-butilo

71

Práctica 10:

Espectroscopia en la región del infrarrojo

77

Anexo A:

Espectros infrarrojos

91

Anexo B:

Material de vidrio y equipo de laboratorio

99

Anexo C:

Montaje de dispositivos experimentales

109

Anexo D:

Sustancias peligrosas

115

Formato de reporte

118





Prólogo El siguiente conjunto de experiencias de laboratorio constituye el resultado de una cuidadosa elección entre muchas posibles. Cada práctica fue primero probada por el autor y posteriormente con los alumnos en varios trimestres. El orden presentado es muy cercano al programa de la materia Química Orgánica I de la División de Ciencias Básicas e Ingeniería de laUAM-Iztapalapa, pero puede muy bien adaptarse a otros programas, incluso de otras instituciones. Aunque la observación podría resultar excesiva de acuerdo con el criterio de algunos colegas, nos hemos dado cuenta de que las carencias formativas de los alumnos que por primera vez asisten a un laboratorio de este tipo son muchas y van en aumento. Es por ello que hemos incluido el mayor número posible de herramientas que guíen a nuestros estudiantes de una manera sólida, segura y amena en su formación como químicos. Debemos mencionar que las experiencias aquí vertidas se han adaptado de diversas fuentes. Aproximadamente la mitad de las mismas pueden muy bien realizarse en el ámbito de lo que se ha dado en llamar micrométodos. Por otra parte, en el presente manual queremos mostrar que la química tiene una presencia muchas veces inadvertida en múltiples ámbitos de la vida diaria. Nuestra intención es que en este primer encuentro de nuestros alumnos con un laboratorio de Química Orgánica sea motivador, formativo y en lo posible correctivo pues, al parecer, en el nivel de bachillerato se le ha relegado. Se ha procurado presentar cada práctica con una introducción suficiente como para evitar al alumno una inútil pérdida de tiempo; consideramos que por la naturaleza del curso es mejor invertir ese tiempo en el entrenamiento y en el despertar de la intuición de químico. Al final del conjunto de prácticas presentamos una serie de anexos que pueden utilizarse para conocer el material empleado, el montaje de los sistemas de operaciones más comunes y un anexo de espectros en la región del infrarrojo. Estos anexos pueden o no utilizarse, pero, según nuestra experiencia, el usuario puede adaptarlos a sus necesidades. Así mismo, al final presentamos un formato que los alumnos pueden aprovechar para presentar sus reportes de las prácticas de manera más completa y concreta. Si este manual presenta errores y defectos, estoy en la mejor disposición de realizar las correcciones pertinentes y aceptar todos los comentarios tendientes a su enriquecimiento. Por último, deseo a los futuros usuarios del presente manual un "Feliz encuentro con la química". Miguel A. García Sánchez





Dedicatoria El presente trabajo esta dedicado a mis maestros y compañeros del Departamento de Química de la UAM-Iztapalapa, entre los cuales, con mucho orgullo, cuento a mis mejores amigos. Les doy las gracias por mostrar con su ejemplo la belleza de nuestra profesión y por no permitir que termine el sueño de nuestra nación, pues

Yo aseguro que el sembrador de sueños cosechará algún día frutos que huelen a horizonte y que saben a infinito.

Miguel Ángel García Sánchez Mayo de 2002

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Práctica 1

NORMAS DE SEGURIDAD OBJETIVO a) b) c)

El alumno conocerá y aprenderá el reglamento interno, y reconocerá que su acatamiento hará más seguro su trabajo en todo laboratorio de química. El alumno conocerá las principales causas de incendios y explosiones. El alumno estudiará el pequeño anexo de primeros auxilios.

INTRODUCCIÓN Debido a los riesgos que implica la manipulación cotidiana de sustancias perjudiciales al organismo humano, el químico debe siempre comportarse respetuoso de los peligros inherentes a su actividad, y ejercer las mayores precauciones. Es igualmente importante que conozca el daño que estas sustancias, mal tratadas o mal desechadas, pueden ocasionar a sus semejantes y al ecosistema. Por lo anterior, consideramos que es indispensable que todo profesional de la química y de carreras afines conozca e interprete adecuadamente el reglamento básico al que debe ajustarse su comportamiento. El respeto de dicho reglamento lo ayudará a preservar su salud e integridad física, lo sensibilizará sobre el hecho de que su labor conlleva un riesgo para sus semejantes y su medio ambiente, y le permitirá desarrollar el sentido crítico necesario para enfrentar aquellas situaciones imprevistas para las que este reglamento no es suficiente. Sugerimos que este reglamento se lea y analice cuidadosamente antes de iniciar cualquier actividad en el laboratorio de Química Orgánica.

1. Reglamento básico A continuación se presenta una serie de reglas básicas que deben seguirse en el laboratorio de Química Orgánica.

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Conocer bien las propiedades físicas, químicas y toxicológicas de las sustancias que se van a utilizar. Nunca trabajar solo en el laboratorio. Usar siempre bata. Usar lentes protectores y guantes cuando sea necesario. Manipular el equipo caliente con guantes de asbesto o pinzas, para evitar quemaduras. Mantener libre de objetos innecesarios la zona de trabajo. Nunca perder de vista los reactivos y el sistema con que se esté trabajando. No comer, fumar o jugar dentro del laboratorio. Utilizar todo el material de laboratorio limpio y seco. Nunca pipetear los reactivos líquidos con la boca. Nunca devolver al envase original los remanentes de reactivos no utilizados. Lavarse bien las manos al final de cada sesión de laboratorio. Antes de usar un reactivo, verificar los datos anotados en la etiqueta y consultar sus propiedades físicas, químicas y toxicológicas para manejarlo adecuadamente. Nunca probar el sabor u olor de ningún producto, a menos que sea estrictamente necesario y seguro. Para oler una sustancia, ésta no debe ponerse directamente debajo de la nariz; por el contrario, se mueve la mano sobre ella para percibir su aroma sin peligro. Los productos químicos nunca se tocan directamente con las manos, especialmente aquellos que, además de su toxicidad, pueden producir quemaduras graves. Todo manejo se hará mediante espátulas. Todo compuesto volátil o que desprenda humos o vapores tóxicos deberá manejarse en las campanas o permanecer en un lugar ventilado. Si se derrama ácido sobre la mesa, se debe recoger inmediatamente y lavar la superficie con agua varias veces. No debe mirarse dentro de un tubo o matraz que contenga una reacción o sustancia que se esté calentando. Las soluciones concentradas de álcalis o ácidos deben neutralizarse antes de ser desechadas por el desagüe. No se deben tirar por la tarja líquidos inflamables, irritables o lacrimógenos. Cuando utilice ácidos, hágalo en la campana de extracción y siempre protegido con guantes y lentes de seguridad. Para preparar una solución diluida de ácido se debe añadir, lentamente, con agitación y con enfriamiento externo, el ácido al agua, nunca el agua sobre el ácido ya que la reacción es muy exotérmica y puede proyectarse violentamente.

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Normas de seguridad

Antes de poner a calentar líquidos, éstos deben estar bien mezclados (si son miscibles; en caso contrario, al hervir el de menor punto de ebullición puede proyectarse o explotar. Los de bajo punto de ebullición no se deben calentar nunca en recipientes de cuello corto). En una destilación no se deben obstruir los condensadores ni los tubos de evacuación.

2. Incendios Las razones más comunes de incendio son: • • • • •

Hacer hervir un disolvente volátil o inflamable con un mechero y sin un condensador. Mantenerlo cerca de alguna fuente de calor o chispa. Arrojar reactivos y los desechos de reacciones exotérmicas u organometálicas en la tarja. Mezclar sustancias que al reaccionar generan vapores o gases inflamables. No respetar las condiciones de almacenamiento de reactivos inestables, volátiles o que pueden reaccionar violentamente con: temperatura, agua, ácidos, bases, agentes oxidantes, reductores o compuestos de elementos pesados.

Las precauciones que se deben de tomar son las siguientes: • • • •

Conocer bien la toxicidad de cada reactivo y las precauciones de necesarias al usarlo. Evitar el uso de mecheros; en su lugar se usarán baños de agua, parrillas de calentamiento o canastillas. Ser muy cuidadoso al utilizar disolventes inflamables y volátiles Conocer la temperatura de ignición espontánea de las sustancias.

3. Explosiones Las explosiones pueden ocurrir en las siguientes situaciones:

•

Una reacción exotérmica no controlable (que provoca explosión y fuego). Una explosión de residuos de peróxidos al concentrar soluciones etéreas a sequedad.

15




Una explosión por calentamiento, secado, destilación o golpe de compuestos inestables. Mezclar sustancias incompatibles que generan vapores o gases inflamables o explosivos. Para evitar explosiones, una regla esencial es conocer las condiciones de almacenamiento y uso de cada sustancia.

4. Primeros auxilios

•

• •

• • •

En caso de incendio, aléjese rápidamente y permita que su asesor lo apague con el extinguidor que debe haber en el laboratorio. Si esto ya no es posible, salga rápidamente del laboratorio. Si el fuego afecta ya a algún compañero, trate de quitarle las prendas que se estén consumiendo y retírelo de la zona del siniestro. En caso de explosión, salga inmediatamente del laboratorio y, si le es posible, ayude a sus compañeros afectados. Avise al resto del personal de laboratorio para que presten auxilio. Si se salpica la piel con ácidos, lávese inmediatamente con agua abundante y apliqúese una disolución de bicarbonato sódico. Si una sustancia lo salpica sobre los ojos, enjuagúese inmediatamente con el lavaojos o bien con agua abundante y después con una solución de bórax (que debe existir en el botiquín del laboratorio). Si persisten las molestias, consulte al médico. Cuando se ingiere un ácido fuerte, se puede neutralizar con melox o su equivalente. Cuando se ingiere una base se neutraliza con jugo de naranja o de uva, o con vinagre. Cuando se haya ingerido una sustancia venenosa o tóxica y sea necesario provocar vómito, utilice un esmético. Emético: es una mezcla de sustancias que sirven para producir el vómito y liberar al estómago del veneno. Algunos eméticos son:

• •

•

Agua con mostaza: se agrega una cucharadita de té de mostaza a un vaso de agua caliente. Se administra una cuarta parte del contenido. Agua salada: se disuelven dos cucharaditas de sal en agua caliente y se toma la dilución a intervalos de un minuto hasta suministrar más o menos cuatro vasos. Agua con jabón: se agita un pedazo de jabón en agua caliente.

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Normas de seguridad

Nota: Los eméticos no deben administrarse nunca cuando el paciente esté: a) b) c)

Inconsciente o con convulsiones Incapacitado para deglutir Lastimado por haber tragado un veneno corrosivo

•

Para neutralizar el efecto de una sustancia venenosa o tóxica, debe administrarse un antídoto.

Antídoto: es una sustancia que se suministra para hacer inofensivo un veneno o para retardar su acción. Antídoto universal: esta mezcla se prepara con dos partes de carbón activado, una de óxido de magnesio y una de ácido tánico. Se homogeniza totalmente y se guarda en seco. Para administrar se disuelven 15 g en medio vaso de agua caliente. Si es necesario, se practica un lavado estomacal. •

Cuando la piel haya estado en contacto con una sustancia venenosa o haya sufrido alguna quemadura, después de lavar la zona afectada aplique un emoliente.

Emoliente; sirve para quitar el dolor de los tejidos y membranas inflamadas, por ejemplo la clara de huevo, la leche y el agua de cebada. Se administra después de eliminar el veneno.

5. Botiquín de primeros auxilios El botiquín de primeros auxilios debe existir en todo laboratorio de química y debe contener: • Material de curación gasas apositos torundas hisopos tela adhesiva • Instrumental tijeras de punta pinza de disección sin dientes jeringas de varios tamaños

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un torniquete vendas Antisépticos alcohol agua oxigenada merthiolate benzal violeta de genciana vinagre bicarbonato de sodio ácido bórico (bórax) melox

CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5. 6.

Describa brevemente las normas básicas de conducta que se deben observar en todo laboratorio. Antes de manipular una sustancia, ¿qué es lo que debe conocer de ella? ¿Cuáles son las causas más frecuentes de incendio en un laboratorio de química? ¿Qué son un antídoto y un emético? Si un compañero ha ingerido una sustancia corrosiva y ésta le ha afectado la garganta, la tráquea, etc., ¿por qué no debe provocarle el vómito? ¿Cómo se prepara el antídoto universal?

BIBLIOGRAFÍA 1.

E. R. Plunkett. 1978. Manual de toxicología industrial. Enciclopedia de la Química Industrial. España, Urmo.

2.

R C. Lu. 1991. Basic Toxicology. 2a ed. USA, Taylor and Francis.

3.

Instructivo sobre el funcionamiento interno y operativo para regular el uso de los servicios e instalaciones de los laboratorios de docencia. UAMIztapalapa, Aprobado por el Consejo Académico en su sesión 133. México, UAM-Iztapalapa.

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Normas de seguridad

4.

R. S. Stricoff y D. B. Walters. 1995. Handbook ofLaboratory Health and Safety. New York, John Wiley & Sons.

5.

R. J. Lewis. 1996. Hazardous Chemicals Desk Reference, New York, Van Nostrand Reinhold.

6.

R. E. Lenga (ed.). 1998. The Sigma-Aldrich Library of Chemical Safety Data. Milwaukee, WI, Sigma-Aldrich.

7.

Merck. 1996. The Merkíndex, 12a ed. Rahway, NJ, S. Budavari.

19





Práctica 2

IDENTIFICACIÓN DE GRUPOS FUNCIONALES ORGÁNICOS OBJETIVO El alumno aprenderá a identificar los grupos funcionales que se encuentran en compuestos orgánicos de origen natural o sintético mediante pruebas a la gota.

INTRODUCCIÓN El comportamiento químico y físico de una molécula orgánica se debe principalmente a la presencia en su estructura de uno o varios grupos, funciones o familias químicas. Los grupos funcionales son agrupaciones constantes de átomos, en disposición espacial y conectividad, que por tal regularidad confieren propiedades físicas y químicas muy similares a la estructura que las posee. En química orgánica los grupos funcionales más importantes son los que se muestran en la tabla 2.1.

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TABLA2.1 PRINCIPALES FUNCIONES ORGÁNICAS DE ACUERDO CON SU PRIORIDAD Y SU REACTIVIDAD Grupo funcional

Agrupamiento

Ejemplo

característico Sales de amonio,

R4N+

(CH3)3NH*: trimetilamonio

fosfonio

R4P+

(C6H5)4PH*: trifenilfosfonio

sulfonio

R3s

+

(CH3CH2)3S+: trietilsulfonio

Acido carboxílico

R-COOH

Anhídrido

R-CO-O-CO-R'

CH3COOH: ácido acético 1

CH3CO-O-COCH3: anhídrido acético

Esteres

R-CO-O-R

CH3CO-O-C2H5: acetato de etilo

Halogenuro de acilo

R-CO-X

CH3CH2COCI: cloruro de propanoílo 1

Amida

R-CO-NR

HCO-NH2: formamida

Nitrito

R-CN

CH3(CH2)2. CN: butanonitrilo

Aldehido

R-CHO

CH3CH2-CHO: propanal

Cetona

R-CO-R'

CH3-CO-CH3: acetona

Alcohol

R"

V

CH3CH2.OH:etanol

R-C-OH

k

Mercaptano

R1

CH3CH2.SH: etanotiol

R-C-SH R" Amina

R-N-R1

CH3(CH2)6.NH2: hexanamina

R" Éter

R-O-R1

(CH3CH2)2O: éter etílico

1

Sulfuro

R-S-R

(CH3CH2)2S: sulfuro de dietilo

Alqueno

C=C

CH3.CH=CH2:1-propeno

Alquino

O=C

CH3.CsCH:1-propino

Halogenuro de alquilo

R-X

CH3.CH2.Br: bromuro de etilo

Nitro

R-NO2

C6H5.NO2: nitrobenceno

Alcano

C-C

CH3(CH2)6.CH3: n-octano

Nota: Los grupos R, R1 y R" representan cualquier grupo alquilo o arilo, y X representa un halógeno (F, Cl, Br o I).

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La mayoría de estos grupos funcionales se presentan en las moléculas de origen natural. Algunas de éstas, por ejemplo los halogenuros de acilo, por su reactividad son poco frecuentes en la naturaleza y se utilizan más como intermediarios en síntesis orgánica. Las propiedades físicas y químicas de una molécula sencilla están determinadas por la presencia de alguno de estos agrupamientos, pero en la mayoría de las moléculas más útiles, naturales o sintéticas existen varios de estos agrupamientos. En tal caso las propiedades físicas y químicas de la molécula son el resultado del comportamiento combinado y de la distribución espacial de las funciones químicas presentes en ella. Para un profesional de la química es muy importante averiguar qué grupos funcionales posee una molécula, ya que de ello dependerá en ocasiones el poder predecir sus propiedades o explicar su comportamiento en un proceso químico o físico.

CLASIFICACIÓN DE UNA MOLÉCULA EN UN GRUPO FUNCIONAL La técnica descrita más adelante permitirá al alumno clasificar una molécula desconocida dentro de una familia orgánica mediante pruebas a la gota con diversos reactivos colorimétricos (Fig. 2.1) Tales pruebas aprovechan las propiedades químicas más notorias; por ejemplo los ácidos carboxílicos, disueltos en agua, generan un exceso de iones H3O+ y las aminas un exceso de iones OH~. Estos iones pueden detectarse midiendo el pH, mediante papel indicador o utilizando una disolución indicadora sencilla o medianamente elaborada como el llamado indicador universal, el cual manifiesta un color que depende del pH de la disolución analizada. Con un ácido, el indicador universal vira a color rojo y con una base, a color verde azulado. Si al agregar unas gotas del indicador la mezcla no cambia su color amarillo, la molécula analizada no es ni ácido ni base. Para clasificar una molécula con tales características se utiliza KMnO4, un agente oxidante neutro. Con este reactivo se detectan los grupos fácilmente oxidables de la molécula. Cuando tal oxidación ocurre, la disolución de KMnO4, inicialmente de color violeta oscuro, se torna de color amarillo claro o incolora y se observa la precipitación de dióxido de manganeso, MnO2. Algunos de los grupos oxidables son a) los aldehidos, que al reaccionar producen ácidos carboxílicos, y b) los alquenos, que inicialmente se transforman en dioles que por oxidaciones posteriores producen dos moléculas carboxílicas, RCOR" y RCOR".

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Molécula problema

i

Adicionar el indicador universal

i

Color rojo

Color amarillo

ácido carboxílico

alcano, alqueno, alcohol aldehido o cetona

Verde o azul oscuro amina

Adicionar KMnO4 neutro

Café oscuro alqueno o aldehido

No reacciona alcano, alcohol o cetona

i

i

Adicionar reactivo de Tollens

i Espejo plateado aldehido

Adicionar dinitrofenilhidrazina

I

i

No reacciona alcano

No reacciona alcano o alcohol

Amarillo-anaranjado cetona

i Adicionar sodio metálico

i Burbujeo alcohol

i

No reacciona alcano

Figura 2.1 Ruta recomendada para la clasificación de una molécula desconocida en un grupo funcional orgánico.

a)

Con un aldehido R-CHO

+

KMnO4 (ac) violeta oscuro

->R-co-cr incoloro

MnO2 + KOH café oscuro

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b)

Con un alqueno Rf R"

II R-C=C-R

Rf R" llf

II

[O]

+ KMnO4(ac) -> R-C—C-R" + MnO2 + KOH -> RCOR" + R'COR1"

violeta oscuro

f

OH OH incoloro café oscuro

Los alcanos, alcoholes y cetonas no se oxidan con la disolución neutra de permanganato de potasio y deben identificarse de otra forma. c)

Con un reactivo de Tollens Para distinguir entre un alqueno y un aldehido se utiliza el reactivo de Tollens, que al reaccionar con un aldehido provoca la reducción de la plata, lo cual se detecta por la formación de una película plateada o espejo de plata en el recipiente de prueba.

R-CHO

d)

+

Ag(NH3)2+

• R-CO-O-

+ Ag° + espejo de plata

2NH3

Cetonas e hidrazinas Las cetonas reaccionan con las hirazinas, por ejemplo con la 2, 4- dinitro fenilhidrazina, (NO2)2C6H3-NH-NH2, para formar hidrazonas que suelen ser compuestos muy coloridos por la presencia del grupo C=N- en su estructura. R-CO-R1

+ (NO2)2C6H3_NH-NH2

> (NO2)2C6H3_N-N=C-R

I

H e)

If R

Reacción de alcoholes con sodio metálico Para distinguir los alquenos de los alcoholes puede recurrirse a una pequeña propiedad de las moléculas que poseen grupos OH. Los alcoholes, al igual que el agua, reaccionan con el sodio metálico (y con el litio) para dar un

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alcóxido de sodio (o de litio) e hidrógeno gaseoso. En consecuencia, los alcoholes se detectan por el burbujeo del hidrógeno generado al reaccionar con el sodio metálico. 2R0H

+ 2Na(s)

>2R-0Na +

+

H2(g)

Finalmente, debemos decir que como los alcanos no reaccionan tampoco con el sodio metálico, puede utilizarse esta última reacción para distinguir entre un alcano y un alcohol.

MATERIAL DE VIDRIO 12 tubos de ensaye pequeños c/ tapón 2 vasos de precipitado de 50 mi 2 pipetas Pasteur 1 pipeta graduada de 5 mi 1 propipeta 2 matraces aforados de 100 mi 2 matraces aforados de 50 mi 1 matraz Erlenmeyer de 50 mi 1 varilla de vidrio Nota: Si desconoce alguna pieza de vidrio o equipo de laboratorio, puede revisar el anexo B de material de vidrio y equipo de laboratorio.

EQUIPO DE LABORATORIO 1 espátula 1 gradilla para tubos de ensaye

SUSTANCIAS n-heptano (un alcano) ciclohexeno (un alqueno) etanol o n-butanol (alcoholes)

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propionaldehído o butiraldehído (aldehidos) acetona o 2-butanona (cetonas) ácido acético o ácido propiónico (ácidos qarboxílicos) dietilamina (aminas) permanganato de potasio, KMnO4 nitrato de plata, AgNO3 hidróxido de sodio, NaOH hidróxido de amonio, NH4OH etanol,C2H5OH ácido sulfúrico, H2SO4 ácido nítrico, HNO3 2,4-dinitrofenilhidrazina sodio metálico, Na fenolftaleína rojo de metilo azul de bromotimol amarillo de metilo azul de timol

EXPERIMENTACIÓN Se numeran 10 tubos de ensaye pequeños y se colocan en ellos las sustancias en la cantidad indicada en la tabla 2.2. Además de la siguiente lista de sustancias pueden analizarse dos sustancias problema, que bien pueden ser muestras de las anteriores prácticas o muestras proporcionadas por el asesor del alumno. Las llamaremos molécula problema 1 (MP1) y molécula problema 2 (MP2).

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TABLA 2.2 SUSTANCIAS RECOMENDADAS PARA ANALIZARSE Y CANTIDADES SUGERIDAS Tubo No.

Sustancia

Volumen/gotas

1

Ácido acético o propiónico

10

2

Agua destilada

10

3

Dietilamina

10

4

Propionaldehído o butiraldehído

10

5

Ciclohexeno

10

6

Propionaldehído o butiraldehído

2

7

Ciclohexeno

2

8

Acetona

10

9

Etanol

20

10

n-heptano

20

I

Una vez hecho esto, proceda a realizar las pruebas que a continuación se indican. A)

Se adicionan 10 gotas de agua destilada a los tubos 1-3, se mezcla perfectamente y se agrega una gota del indicador universal. Recuérdese que: • • •

B)

Si la disolución se torna roja, hay un ácido carboxílico presente. Si la disolución se torna azul-verdosa, hay una sustancia básica presente, muy probablemente una amina. Si la disolución se torna amarillo-verdosa o amarillo-anaranjada, la disolución es neutra y puede tratarse de un alcano, un alqueno, un aldehido, una cetona o un alcohol. Si éste es el caso, proceda a la siguiente etapa.

Se agregan 10 gotas de agua destilada y 5 gotas de disolución 0.02M de KMnO4 a los tubos 4 y 5. Se agita suavemente cada tubo por aproximadamente un minuto. • •

Si después de este tiempo se observa la formación de un precipitado color café (MnO2), se trata de un aldehido o de un alqueno. Si no ocurre cambio de color y la mezcla permanece de color violeta oscuro, ello indica que no ocurrió reacción y que se trata de un alcano, un alcohol o una cetona.

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C)

Se agregan 2.0 mi de reactivo de Tollens a los tubos 6 y 7, se agita suavemente por dos minutos y se deja reposar por otros 5 minutos. • •

D)

Si se observa la formación de una capa de precipitado, el espejo de plata, se trata de un aldehido. Si no se observa precipitado alguno, se trata de un alqueno.

Se agregan 2.0 mi de disolución de 2,4-dinitrofenilhidrazina (precaución: es tóxica) al tubo 8, se agita vigorosamente y se deja reposar por dos minutos. Si no se forma de inmediato un precipitado, deberá dejarse reposar hasta 15 minutos. • •

Si se observa la formación de un sólido amarillo-anaranjado, la reacción ha ocurrido y se trata de una cetona. Si no se observa precipitado alguno (ignore la turbidez), la reacción no ha ocurrido y se trata de un alcano o de un alcohol.

Nota: a) Lo recomendable es agregar una o dos gotas del aldehido o la cetona que se va a estudiar a 2 mi de etanol al 95% y agregar esta mezcla a 3 mi de la disolución de 2,4-dinitrofenilhidrazina. b) Si se hace reaccionar un aldehido con la 2,4-dinitrofenilhidrazina, puede producir una coloración amarillo anaranjada y confundirse con una cetona; sin embargo, puede distinguirse entre ambos mediante la reacción del permanganato de potasio. E)

Se agrega a los tubos 9 y 10 una pequeña pieza de sodio metálico (precaución; el sodio metálico debe manejarse con cuidado y alejarse del agua). Agítese suavemente por unos 15 segundos y obsérvese si ocurre alguna reacción. • •

F)

Si el sodio metálico se disuelve y hay burbujeo, se trata de un alcohol. Si no se observa reacción alguna, se trata de un alcano.

Se determina qué grupo funcional hay en las muestras MP1 y MP2 siguiendo el esquema mostrado antes. Para ello, se puede repetir lo hecho en las etapas A a E, teniendo cuidado de que en esta última etapa, al trabajar con sodio metálico, no disuelva las sustancias en agua o disolventes próticos (con hidrógenos liberables), ya que reaccionará vigorosamente y podría incendiarse.

Para concluir sobre el grupo funcional de estas dos especies se pueden realizar otras pruebas, como la determinación del punto de fusión, la medición del índice de refracción, el olor, el color, la espectroscopia IR, UV-Visible, etcétera.

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PREPARACIONES Indicador universal Para preparar el indicador universal se disuelven en 200 mi de etanol 50 mg de fenolftaleína, 100 mg de rojo de metilo, 150 mg de amarillo de metilo, 200 mg de azul de bromotimol y 250 mg de azul de timol. Una vez que se obtiene una disolución de color rojo oscuro, se adiciona gota a gota (aproximadamente entre 20 y 25 gotas) una disolución 1M de NaOH hasta que la disolución sea de un color amarillo oscuro. Cuando esto haya ocurrido, se afora a 250 mi con alcohol etílico y se agita con fuerza para mezclar perfectamente. La disolución se cubre y se guarda en un lugar fresco. Este indicador universal manifiesta un color que depende fuertemente del pH de la disolución en que se adicione (Tabla 2.3). TABLA 2.3 COLOR DE LA DISOLUCIÓN EN QUE SE ADICIONA EL INDICADOR UNIVERSAL, DEPENDIENDO DEL PH DE LA DISOLUCIÓN pH

Color

2

Rojo

4

Anaranjado

6

Amarillo

8

Verde

10

Azul

12

Violeta

Preparación del reactivo de Tollens El reactivo de Tollens debe prepararse antes de usarse, y no debe almacenarse ya que se descompone con rapidez, formándose un precipitado que es un poderoso explosivo. Si no ocurre ninguna reacción en frío, la disolución deberá calentarse suavemente. Para preparar el reactivo de Tollens puede procederse de dos maneras:

30




Procedimiento por gotas Se vierten 30 gotas de AgNO3 al 5% en un tubo de ensaye limpio y se agregan 2 gotas de disolución al 5% de NaOH. Se observará la formación de un precipitado de color café oscuro (Ag^). A continuación se agregan, agitando siempre, las gotas suficientes de NH3 al 5% para disolver el precipitado de A g ^ y para que la disolución se vuelva transparente (se requieren aproximadamente 20 gotas). La disolución incolora obtenida contiene el ion Ag(NH3)2+.

Procedimiento en mililitros En un matraz de 50 mi se vierten 25 mi de una disolución al 5% de AgNO3 y se añaden gota a gota 0.5 mi de una disolución al 10% de NaOH. Se observará la formación de un precipitado color café oscuro. A continuación se agrega gota a gota una disolución de NH3 al 5%, agitando constantemente y hasta que se disuelva el óxido de plata formado (de 15 a 20 mi). Para obtener un reactivo sensible es necesario evitar un exceso de hidróxido de amonio. Nota:

a) b)

El reactivo de Tollens se desecha neutralizándolo en HNO3 diluido, La difenilamina, las aciloínas, las aminas aromáticas, el p-náftol y algunos fenoles dan positiva la prueba de Tollens. También se ha encontrado que las p-alcóxi y p-dialquilaminocetonas reducen la plata del ion Ag(NH3)2+.

Preparación de la disolución de hidrazina Con fenilhidrazina o p-nitrofenilhidrazina: a 5 mi de agua se adicionan 0.5 mi de fenilhidrazina y se agrega gota a gota ácido acético para disolver la hidrazina. Con 2,4-dinitrofenilhidrazina: se disuelven 1.5 g de 2,4-dinitrofenilhidrazina en 7.5 mi de ácido sulfúrico concentrado y se añaden, agitando, a 10 mi de agua y 35 mi de etanol al 95%. Se mezcla perfectamente y se filtra para eliminar los sólidos no disueltos. Nota: La mayoría de los aldehidos y las cetonas producen dinitrofenilhidrazonas, que son sólidos insolubles. Al principio el sólido puede ser aceitoso y, al reposar, volverse cristalino. Sin embargo, algunas cetonas producen hidrazonas que son

31




aceites; por ejemplo, la metil-n-octilcetona, la di-n-amilcetona y sustancias similares no producen dinitrofenilhidrazonas sólidas. Algunos derivados del alcohol alílico pueden ser oxidados por la disolución de 2,4-dinitrofenilhidrazina y producir aldehidos o cetonas que darán positiva esta prueba. Por ejemplo, se han obtenido las 2,4-dinitrofenilhidrazonas de los derivados carbonílicos del alcohol cinamílico, del 4-fenil-3-buten-2-ol y de la vitamina A en rendimientos que van del 10 al 25%. Lo mismo ocurre con el benzidrol, que al transformarse en benzofenona da positiva la prueba. También puede ocurrir que un alcohol se encuentre contaminado con el aldehido o la cetona que se genera por oxidación con el aire, dando positiva la prueba. Las dinitrofenilhidrazonas de aldehidos o cetonas en las que el grupo carbonilo no está conjugado con otro grupo funcional, son amarillas. Si el grupo carbonilo se encuentra junto a un doble enlace carbono-carbono o junto a un anillo bencénico, desplaza hacia el máximo de absorción al visible (al anaranjado); esto se descubre fácilmente realizando un análisis por espectroscopia de UV-Visible. Entonces puede decirse que una dinitrofenilhidrazona amarilla no está conjugada. Esto debe tomarse con precaución ya que, por ejemplo, la 2,4-dinitrofenilhidrazina no disuelta es de color rojo-anaranjado.

CUESTIONARIO 1. 2.

3. 4. 5. 6.

7.

8.

Investigue la estructura de cada una de las sustancias de la tabla 2.2. El indicador universal sólo puede mostrar el carácter ácido-base de una sustancia; ¿es posible utilizarlo para distinguir un derivado de un ácido carboxílico o de aminas secundarias y terciarias? ¿Un alquino se oxida con permanganato de potasio? Si una molécula posee tanto grupos carbonílicos (aldehidos y cetonas) como carboxílicos, ¿puede utilizarse una fenilhidrazina para identificarlos? ¿Qué ventaja tendrá utilizar 2,4-dinitrofenilhidrazina en lugar de fenilhidrazina? Si una sustancia dio positiva la prueba de 2,4-dinitrofenilhidrazina, pero se tiene duda de si se trata de un aldehido o de una cetona, ¿de qué manera resolvería usted la incógnita? ¿Qué se obtendría si en lugar de un aldehido o una cetona, se analiza un ácido carboxílico o un éster con 2,4-dinitrofenilhidrazina?¿Qué productos se obtienen? ¿Por qué no debe utilizarse agua o disolventes próticos al trabaj ar con sodio metálico?

32




BIBLIOGRAFÍA 1.

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4.

Leonard y Gelfand, J. Am. Chem. Soc, 77,3272 (1955).

33





Práctica 3

AISLAMIENTO DE LIMONENO DE NARANJAS OBJETIVO El alumno realizará la extracción de limoneno a partir de cascaras de naranja mediante un disolvente, lo purificará por destilación y comprobará que en su estructura existen dobles enlaces carbono-carbono.

INTRODUCCIÓN El limoneno (Fig. 3.1a) pertenece a una clase de compuestos químicos conocidos como terpenos. Los terpenos tienen como unidad básica la del isopreno o 2-metil-l ,3-butadieno (Fig. 3.1b). El limoneno se encuentra en muchos aceites esenciales, por ejemplo en: limones, naranjas, limas, bergamota y alcaravea. Los terpenos son una familia que se presenta en forma muy variada en muchas plantas. Por ej emplo el geraniol, la mentona, el menteno, élpineno, etc., son aceites esenciales que se encuentran en los geranios, la menta y el árbol de pino respectivamente. El limoneno posee un carbono quiral, por lo que las formas (+) o (-) se presentan de manera natural. Sin embargo, los árboles de naranja producen sólo uno de dichos enantiómeros. El alcanfor es un terpeno que puede separarse de la esencia de manzanilla (Matricaria camomilla), y puede reducirse para obtener el isoborneol y el borneol que se utiliza en la esencia de lavanda. Por otro lado, el terpeno llamado canfeno puede extraerse del romero y su forma levógira se presenta en el citronelal o en la valeriana.

35




CH2 = C - C H = CH2

(a)

(b)

Figura 3.1 a) Estructura del limoneno, b) estructura del isopreno.

MATERIAL DE VIDRIO 1 matraz redondo de tres bocas y de 500 mi 1 condensador 1 junta en Y para destilación 1 tapón de vidrio 1 adaptador curvo para destilación 1 matraz Erlermeyer de 50 mi 1 embudo de adición 1 embudo de separación

EQUIPO DE LABORATORIO 3 soportes universales 3 pinzas con nuez. 1 reóstato 1 manta de calentamiento 1 parrilla 1 cuchillo de cocina 1 refractómetro de Abbe (ver Figs. C 9 y C 10 del anexo C ) Nota: Si desconoce alguna pieza de vidrio o equipo de laboratorio, puede revisar el anexo B de material de vidrio y equipo de laboratorio.

36




SUSTANCIAS Y REACTIVOS La cascara de tres naranjas Agua destilada Pentano (o éter) Sulfato de sodio anhidro, Na2SO4 Permanganato de potasio, KMnO4

PROCEDIMIENTO Con un cuchillo de cocina se quita la cascara a tres naranjas, con todo y la pulpa blanca que lleva adherida, cuidando de no presionar o tocar demasiado la cascara para evitar la pérdida del aceite esencial. Con ella se prepara un picadillo o, si se puede, un puré en un matraz redondo de tres bocas y de 500 mi. En la boca central se ensambla un aparato de destilación (ver la Fig. C 3 del anexo C); en la boca lateral se coloca un embudo para adicionar agua. Se utiliza un matraz Erlenmeyer para colectar el destilado. Se adiciona agua al puré y se calienta procurando que la ebullición no sea muy violenta y que el nivel de líquido en el interior del matraz se mantenga constante durante el proceso de destilación. Debe destilarse tan rápido como sea posible, de manera que se colecten 150-200 mi de líquido turbio o aceitoso. El puré del matraz se desecha y el destilado se enfría. El destilado se transfiere a un embudo de separación y se adicionan 5-10 mi de pentano (o bien éter), se agita vigorosamente y se deja reposar para que las capas se separen. La disolución de pentano se coloca en un pequeño matraz Erlermeyer y se seca con sulfato de sodio anhidro. La disolución se filtra o decanta en un recipiente previamente pesado y el pentano se evapora con un baño de vapor. Se pesa nuevamente el matraz con el limoneno, se mide el volumen y se determina su índice de refracción.

ANÁLISIS Para comprobar la presencia de los dobles enlaces del limoneno, puede realizarse una pequeña prueba con disolución de bromo. Para ello se vierten 0,5 mi de tetrahidrofixrano en un tubo de ensaye, se adicionan dos o tres gotas de la sustancia por analizar y se mezcla hasta disolver. Se agrega gota a gota una solución al 2% de bromo líquido en tetracloruro de carbono. Una prueba de la existencia de dobles o triples enlaces es positiva cuando la solución se vuelve incolora. El color rojocafé del bromo desaparece cuando se adiciona a un compuesto con doble enlace C=C, ya que se forma un compuesto hidrohalogenado que generalmente es

37




transparente. Aclaramos que tal procedimiento no se puede utilizar cuando existen sistemas conjugados. Otra alternativa es realizar una prueba con disolución acuosa de KMnO4. La disolución violeta de permanganato de potasio se vuelve de color café claro o incolora debido a que se oxidan y rompen los dobles enlaces C=C. Es posible obtener el espectro IR del limoneno y compararlo con el espectro IR-18delanexoA.

CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8.

¿Cuántas unidades de isopreno intervienen para formar el limoneno? Identifíquelas. Existen 14 posibles isómeros para la misma fórmula, C10H16, que difieren en la posición de los dobles enlaces; dibuje sus estructuras. ¿El limoneno es una molécula polar o no polar? Identifique el centro quiral del limoneno. Durante la separación del limoneno a partir de su disolución acuosa, ¿qué capa lo contiene, la superior o la inferior? ¿Por qué? El punto de ebullición del limoneno es de 177°C; entonces, ¿por qué es posible separarlo de las cascaras del cítrico por destilación con agua? Investigue la estructura del canfeno y sugiera un posible método para extraer el canfeno del romero. La vitamina A es también un terpeno que puede separarse con hexano de las zanahorias y de las espinacas. ¿Cuál es su estructura? ¿Cuántas unidades de isopreno la forman?

BIBLIOGRAFÍA 1.

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38




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D. H. Williams y I. Fleming. 1986. Spectroscopic Methods in Organic Chemistry. 4a ed. UK, McGraw-Hill.

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R. M. Silverstein y F. X. Webster. 1998. Spectrometric Identification of Organic Compounds. 6a ed. New York, John Wiley & Sons.

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Aldrich Chemical. 1997. The Aldrich Library ofFT-IR Spectra. 2a ed. Milwaukee,WI,USA.

39





Práctica 4

AISLAMIENTO DE CAFEÍNA A PARTIR DEL TÉ O EL CAFÉ OBJETIVO a) b)

El alumno aislará la cafeína a partir del té, usando disolución de carbonato de sodio, neutralización y extracción con diclorometano. El alumno identificará los grupos funcionales existentes en la estructura de la cafeína.

INTRODUCCIÓN La cafeína es uno de los derivados más importantes de la xantina (un alcaloide). Su concentración en una variedad de té, incluyendo el té negro y el té verde, depende de las condiciones climáticas y topográficas de su desarrollo y de los métodos de procesamiento. Se ha encontrado que su concentración varía de un 2.0 a un 4.0%; él té negro de China contiene 2.6 a 3.6%, el de Brasil 2.2 a 2.9% y el turco 2.1 a 4.6%. La cafeína fue aislada por primera vez por Friese [1] de las semillas de Genipa americana (2.25%) y por Sthenhouse [2] de los granos de café. La cafeína es un estimulante del sistema nervioso central y produce efectos miocárdicos y diuréticos, así como el relajamiento del pequeño músculo de los bronquios; se trata de un diurético menos potente que la teobromina.

MATERIAL DE VIDRIO 1 dedo frío (Fig. B 5e del anexo B) 1 vaso de precipitado de 250 mi 1 probeta graduada de 100 mi

41




1 parrilla de calentamiento 1 matraz aforado de 250 mi 1 matraz Kitazato 1 embudo Buchner 1 embudo de separación 1 varilla de vidrio

EQUIPO DE LABORATORIO 1 soporte universal con anillo 1 pinza de tres dedos con nuez 1 balanza 1 parrilla 1 manta de calentamiento 1 reóstato 1 espátula

SUSTANCIAS Ácido sulfúrico, H2SO4 Diclorometano, CH2C12 Carbonato de sodio, Na2CO3 Celita Té negro

PROCEDIMIENTO En un vaso de precipitado de 250 mi, se colocan 10 g de hojas de té molidas en 2.5 g de carbonato de sodio y 50 mi de agua. La mezcla es calentada hasta ebullición por 20 minutos, agregando ocasionalmente más agua para mantener constante el volumen de la mezcla. La disolución caliente se filtra y neutraliza mediante la adición de una disolución de ácido sulfúrico al 10%. La disolución neutra es entonces filtrada en un tamiz de celita (la cual se coloca en un embudo Buchner con papel filtro) y lavada con 10 mi de diclorometano. El filtrado de dos fases se lleva a un embudo de separación. La fase orgánica es separada y la acuosa extraída dos veces con porciones de 20 mi de diclorometano cada una. Las tres extracciones de diclorometano se combinan y el disolvente se

42



Aislamiento de cafeína a partir del té o el café

evapora. La cafeína cruda se puede recristalizar en la menor cantidad de acetona o agua calientes. Si se dispone de un dedo frío es posible obtener cristales muy puros de cafeína por sublimación. Los cristales de la cafeína tienen forma en agujas (de 0.25 g aproximadamente) y tienen un punto de fusión de 235°C. Nota: Tenga la precaución de realizar las extracciones con diclorometano en un lugar perfectamente ventilado y lejos de cualquier flama o fuente de calentamiento pues es muy volátil.

PRUEBAS Se colocan unos cuantos cristales de cafeína y 3 gotas de ácido nítrico en un disco pequeño de porcelana y se calienta para evaporar el liquido. Se agregan dos gotas de hidróxido de amonio. Si la mezcla se torna violeta, se ha confirmado la presencia de cafeína. De ser posible, obténgase el espectro infrarrojo de la cafeína y compárese con el espectro IR-9 del anexo A, buscando en especial las bandas señaladas en la tabla 4.1. También puede obtenerse el espectro en la región del ultravioleta visible, UVVis. La cafeína, disuelta en agua, presenta una señal de máxima absorbancia en 278 nm, característica de las purinas y que se desplaza a mayores longitudes de onda debido a los sustituyentes presentes.

TABLA 4.1 LAS PRINCIPALES SEÑALES DEL ESPECTRO IR DE LA CAFEÍNA (VER ESPECTRO IR-19 EN EL ANEXO A) Señal/crrr1

Grupo

Movimiento

3134

C-H

alargamiento

2850

N-CH 3

alargamiento

1705

C=O

alargamiento

1660

C=C

alargamiento

1604,1548,1440

sistema de pirimidina

1470,1358

CH3

flexión

1230,1197,1020

C-N

alargamiento

740

C-H

deformación

43




CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4.

Investigue la estructura de la cafeína e identifique en ella los grupos funcionales que la forman. ¿Qué efecto del carbonato de sodio permite que la separación de la cafeína sea eficiente? ¿Por qué se agrega la solución de H2SO4 a la mezcla de carbonato y té caliente? ¿A qué atribuye usted el color violeta en la prueba de murexida con cafeína?

BIBLIOGRAFÍA 1.

F.W. Freise. Pharm. Zentr, 704, 76 (1935).

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J. Stenhouse. Ann. 244,89 (1954).

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J. R. Dyer. 1995. Applications ofAbsortion Spectroscopy ofOrganic Compounds. USA, Prentice Hall.

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D. H. Williams e I. Fleming. 1986. Spectroscopic Methods in Organic Chemistry. 4a ed. UK, McGraw-Hill.

6.

Aldrich Chemical. 1997. The Aldrich Library ofFT-IR Spectra. 2a ed. Milwaukee,WI,USA.

44



Práctica 5

EXTRACCIÓN Y RECRISTALIZACIÓN DE UN FÁRMACO OBJETIVOS a) b) c)

El alumno realizará la extracción del ácido acetilsalicílico (analgésico), principio activo de varias preparaciones farmacológicas. El alumno realizará una purificación del ácido acetilsalicílico mediante recristalización de dicho compuesto. El alumno comprobará que en la estructura del compuesto existe el grupo funcional ácido carboxílico mediante pruebas a la gota o por espectroscopia IR.

INTRODUCCIÓN Las sustancias químicas puras se caracterizan por ciertas constantes físicas (punto de fusión, punto de ebullición, densidad, rotación óptica, índice de refracción, etc.) que nos permiten evaluar la pureza. La recristalización es uno de los mejores métodos físicos para purificar compuestos sólidos a temperatura ambiente. Un compuesto sólido puede recristalizarse a partir de su solución saturada y caliente, en un disolvente en el que a temperatura ambiente es poco o medianamente soluble. La técnica se basa en el hecho de que el exceso de soluto forma núcleos cristalinos que crecen al enfriarse la disolución, dejando la mayor parte de sus impurezas en el disolvente. Como regla general, una sustancia es más soluble en aquellos disolventes cuya estructura se le parezca más. Para que un disolvente se considere adecuado para la recristalización, debe cumplir los siguientes requisitos: a) b)

Que el compuesto por cristalizar sea poco soluble en él a baj as temperaturas, pero muy soluble a temperatura elevada. Que no reaccione con el soluto.

45




c) d)

Que sea lo suficientemente volátil para que resulte fácil eliminarlo de los cristales filtrados. Que las impurezas sean mucho más solubles en frío que el soluto, para que no lo recontaminen.

Para encontrar el disolvente adecuado para una recristalización, se recomienda ensayarla con varios disolventes. Para ello es importante tener presentes algunas de las propiedades de los más utilizados, los cuales se muestran en la tabla 5.1. TABLA 5.1 ALGUNOS DE LOS DISOLVENTES MÁS UTILIZADOS PARA RECRISTALIZACIONES, ORDENADOS PRINCIPALMENTE POR SUS CONSTANTES DIELÉCTRICAS Disolvente

Fórmula

P, (°c)

fe)

Constante Miscibilidad diléctrica en agua

Formamida

HCONH,

193

2.55

109.50

+

Agua

H2O

100.0

0.0

78.5

+

Dimetilsulfóxido

(CH 3 ) 2 SO

189.0

18.6

47.6(23°)

+

N,N-dimet¡lformamida

CH 3 CON(CH 3 ) 2

153

-61.0

36.70

+

Acetonitrilo

CH 3 CN

81.6

-45.7

36.20

+

Nitrobenceno

C 6 H 5 NO 2

210.9

5.7

34.6

+

Metanol

CH30H

64+

.-987

32.60

+

Etanol

C2H6OH

78.1

-116.0

24.30

+

Acetona

(CH 3 ) 2 CO

56.1

-95.0

20.70

+

n-propanol

n-C3H7OH

97.8

-127

19.7

+

¡sopropanol

teo-C3H7OH

82.5

-85.8

18.3

+

Piridina

C6H5N

115.5

-41.8

12.3

+

Diclorometano

CH 2 CI 2

40.1

-96.7

8.9

-

Tetrahidrofurano

C4H8O

65.4

<0

7.39

-

Acetato de etilo

CH 3 -COO.C 2 H 5

77.2

-84.0

6.02

-

Cloroformo

CHCI 3

61.3

-63.5

4.70

-

Éter

(C 2 H 5 ) 2 O

34.6

-116.0

4.22

-

Disulfuro de carbono

CS2

46.3

-111.6

2.64

-

o-xileno

o-C 6 H 5 .(CH 3 ) 2

144.4

-25.0

2.57(20°)

-

46




Tolueno

C 6 H 5 CH 3

110.6

-95.0

2.38

-

Benceno

C6H6

80.2

5,5

2.27

-

Tetracloruro de carbono

CCI 4

76.8

-22.8

2.23

-

Dioxano

C4H8O2

101.5

11.7

2.21

-

n-hexano

n-C6H14

69.0

-94.3

1.9

-

Éter de petróleo

C5H12 y C6H14

35-65

<0

-

MATERIAL DE VIDRIO 2 matraces Erlermeyer de 50 mi 2 vasos de precipitado de 50 mi 2 vasos de precipitado de 100 mi 1 embudo de separación de 125 mi 1 probeta de 25 mi 1 pipeta Pasteur 1 matraz Kitazato de 250 mi 1 embudo Buchner 1 mortero con pistilo 1 cristalizador 1 agitador de vidrio

EQUIPO DE LABORATORIO 1 soporte universal 2 pinzas de tres dedos con nuez 1 parrilla 1 espátula 1 agitador magnético mediano 1 anillo pequeño 1 piceta con agua destilada 1 papel pH 1 papel filtro

47




REACTIVOS Cloroformo, CHC13 Diclorometano, CH2C12 Hexano, n-C6H14 Éter de petróleo, C5H12 y C6H14 Acetato de etilo, CH3-COO.C2H5 Etanol,C2H5OH Metanol,CH3OH Hidróxido de sodio, NaOH Ácido clorhídrico, HC1 Hielo

PROCEDIMIENTO Se coloca 1 g de tabletas (que contengan ácido acetilsalicílico o acetaminofén), previamente pulverizadas, en un matraz Erlermeyer de 50 mi. Se adicionan 25 mi de diclorometano y se agita hasta disolver lo más posible el sólido. Se separa, filtrando por gravedad y en un papel previamente pesado, el sólido insoluble y se deja secar, para posteriormente evaluar la composición porcentual del fármaco. El líquido filtrado se colecta en un vaso de precipitado de 50 mi y se transfiere a un embudo de separación; el vaso de precipitado se lava con 5 mi de diclorometano y éste se vierte también en el embudo. Se adicionan 10 mi de una solución de NaOH 1M, se tapa el embudo y se agita varias veces, liberando la presión en cada agitación. El embudo se deja reposar sobre un anillo para permitir que las fases se separen. La fase acuosa se colecta en un vaso de precipitado de 100 mi y el proceso de extracción se repite otras dos veces. La fase orgánica, de diclorometano, se guarda en un matraz Erlenmeyer de 100 mi. Se adiciona a la fase acuosa una solución 6 M de HC1 (aproximadamente 10 mi) hasta que el pH sea menor o igual a 2, procurando agitar constantemente durante el proceso. La mezcla se enfría en un baño de hielo, hasta que ya no aparezca más precipitado. Los cristales se filtran y secan lo más posible en un embudo Buchner y en papel previamente pesado. El diclorometano de la fase orgánica se evapora en un baño caliente. Sobre la base de los pesos de los sólidos separados, se calcula la composición porcentual aproximada del fármaco. Con la mitad del ácido acetilsalicílico obtenido, se procede a realizar pruebas de solubilidad, en frío y en caliente, en tubos de ensaye pequeños y con las cantidades y disolventes señalados en la tabla 5.2.

48




TABLA 5.2 PRUEBAS DE SOLUBILIDAD RECOMENDADAS PARA LA RECRISTALIZACIÓN DEL ÁCIDO ACETILSALICÍLICO Tubo

Disolvente

Muestra (mg)

Volumen (mi)

1

hexano

25

1.0

2

éter de petróleo

25

1.0

3

cloroformo

25

1.0

4

acetato de etilo

25

1.0

5

etanol

25

1.0

6

metanol

25

1.0

Solubilidad en frío

Solubilidad en caliente

Nota: En caso de que ninguno de los disolventes propuestos cumpla con los requisitos arriba señalados, puede realizarse una recristalización por par de disolventes utilizando una mezcla de dos de ellos. Recuerde que en este caso uno de dichos disolventes debe solubilizar a la sustancia problema, en caliente, y el otro no disolverla en frío. Una vez encontrado el disolvente o la mezcla adecuada, se procede a recristalizar la mitad del ácido acetilsalicílico extraído del fármaco. Si se observa que la solución es colorida, puede agregarse un poco de carbón activado y filtrar en caliente para eliminar los contaminantes que originan dicho color. Para recristalizar se disuelve el ácido acetilsalícilico en la menor cantidad de solvente caliente, se evapora hasta el 70% del volumen original y se deja enfriar, primero hasta temperatura ambiente y después en hielo. Una vez formados los cristales, se filtran por succión en un papel previamente pesado y se dejan secar completamente. Una vez secos, se determina el punto de fusión de los cristales puros e impuros, se compara su color y forma y si es posible se obtiene el espectro IR del ácido recristalizado (compárelo con el espectro IR-20 del anexo A). Asimismo, con el indicador universal se comprueba que efectivamente la sustancia recristalizada tiene carácter ácido.

OPCIONAL El ácido salicílico puede obtenerse a partir de la aspirina calentando a reflujo, en agua, y agregando un poco de ácido acético. Posteriormente se deja enfriar y se

49




filtra el sólido formado. Esta sustancia se recristaliza en éter de petróleo (a 4060°C), obteniéndose así cristales en forma de agujas que son ácido salicílico puro, el cual se descompone a 128-135°C.

CUESTIONARIO 1. 2.

3. 4. 5. 6. 7. 8.

¿Por qué una sustancia se vuelve más soluble en un disolvente al aumentar la temperatura? En la tabla 5.1, los disolventes se ordenaron por el valor decreciente de su constante dieléctrica. En esa tabla, ¿cuál es el disolvente más polar y cuál el menos polar? Investigue la estructura del ácido acetilsalicílico y la del acetaminofén. ¿Qué es un analgésico? ¿Qué es un excipiente? ¿Cómo puede obtenerse ácido acetilsalicílico a partir de ácido salicílico? En el presente experimento, ¿para qué se agrega la solución de NaOH? ¿Qué función cumple la adición de HC1 a la fase acuosa? ¿Es posible predecir, basándose sólo en la estructura de una sustancia, el tipo de disolvente que puede servir para disolverla y recristalizarla? ¿Se cumple esto con el ácido acetilsalicílico?

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Aldrich Chemical. 1997. lite Aldrich Library of FT-IR Spectra. 2a ed. Milwaukee,WI,USA.

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Práctica 6

CROMATOGRAFÍA I: EN CAPA FINA OBJETIVO El alumno comprenderá el principio de la cromatografía y utilizará sus diversas posibilidades para la purificación e identificación de compuestos orgánicos.

INTRODUCCIÓN La cromatografía es la técnica que permite separar sustancias de diferente color mediante la distribución desigual de éstas entre dos fases, un adsorbente y un medio de arrastre. En química orgánica se utilizan tres tipos de cromatografía: cromatografía en capa fina (ccf), cromatografía en columna (ce) y cromatografía de gas-líquido (cgl). Para separaciones más especializadas existe la cromatografía de alta presión de líquidos (capí), la cromatografía de permeación en gel (cpg) y la cromatografía de intercambio iónico (cii). Todos los tipos de cromatografía dependen de la distribución de sustancias entre dos fases. Estas dos fases son el sólido adsorbente y el eluyente, que es la fase líquida o gaseosa que atraviesa el sólido. El sólido adsorbe y retiene más fuertemente los compuestos más polares que se encuentran en el líquido; debido a ello, los menos polares son arrastrados por el eluyente y separados. Al ser retenidas con mayor fuerza, las sustancias más polares permanecerán más tiempo dentro del sólido y para extraerlas se necesitará un mayor volumen de líquido. La adsorción y desorción de una sustancia de una superficie sólida es lo que se llama adsorción cromatográfica. Esta adsorción es posible por la existencia de una fase sólida con un líquido estacionario y un segundo líquido que lo atraviesa. Las sustancias con diferente polaridad se separan o reparten entre estos dos líquidos en forma desigual; esto es lo que se llama partición cromatográfica. La adsorción y la partición cromatográfica se encuentran en un equilibrio dinámico en el cual el soluto se mueve lentamente a través de un medio adsorbente en la dirección en que

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fluye el líquido. Si en el solvente existe una mezcla de compuestos, éstos se separarán debido a sus diferentes adsortividades y a las distintas velocidades con que atraviesan el medio adsorbente.

CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA Con la cromatografía en capa fina se puede determinar de manera rápida y eficiente el número de componentes de una mezcla, e incluso se puede establecer si dos sustancias son idénticas o poseen diferente estructura. Esta técnica es utilizable sólo si los sólidos analizados no son volátiles. Como su nombre lo indica, la cromatografía en capa fina requiere el uso de una película delgada de adsorbente (de entre 0.10 mm y 0.25 mmm de espesor) soportada sobre vidrio o plástico. Debido a la necesidad de realizar experimentos reproducibles, las placas para cromatografía en capa fina se fabrican con un espesor fijo de adsorbente y se montan en vidrio, plástico* (poliéster resistente) o placa de aluminio, y son de tamaño estándar: 2.5 x 6.7 cm. Asimismo, pueden cortarse piezas de este tamaño a partir de placas de 20 x 20 cm, que también son comerciales. En el mercado pueden conseguirse incluso placas para cromatografía con indicador fluorescente, la cual es recomendable para el estudio de compuestos no coloridos pero fluorescentes. En la cromatografía de capa fina son comunes tres tipos de medios adsorbentes: la alúmina, el gel de sílice y la celulosa. Cada una de estas sustancias se utiliza como un polvo activo finamente pulverizado. Se dice que un adsorbente se ha activado cuando se le calienta para eliminar el agua que ha adsorbido. La alúmina y el gel de sílice se utilizan para analizar una gama muy grande de compuestos orgánicos polares y no polares. La alúmina es más polar que el gel de sílice, y por lo tanto retiene más fuertemente a las sustancias que adsorbe. La celulosa es utilizada para estudiar compuestos orgánicos muy polares o solubles en agua, razón por la cual es un medio más versátil. La celulosa puede adsorber hasta un 20% en peso de agua. Si no se dispone de cualquiera de estos productos, se pueden fabricar placas de película delgada con portaobjetos de vidrio, como se indica en el anexo. El adsorbente más popular en este caso es el gel de sílice G o ácido silícico. Éste no es más que sílica hidratada (SiO2. x H2O) con aproximadamente un 10% de yeso (CaSO4.1/ 2H2O). La sílica GF es sílica hidratada con yeso y un indicador fluorescente.

El adsorbente se pega fuertemente si se usa alcohol polivinílico.

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Cromatografía I: en capa fina

Para preparar la placa de cromatografía se puede utilizar uno de varios disolventes, pero el cloroformo es el más recomendable. La adición de metanol al cloroformo hace que el yeso se una más fuertemente al vidrio. Nota: Si la placa que se va a utilizar es muy vieja, se puede activar calentándola a 100°C por 30 minutos.

MATERIAL DE VIDRIO 1 vaso de precipitado de 100 mi 1 vidrio de reloj 1 pipeta Pasteur 1 jarra para revelado de placas cromatográficas (Fig. B 2h del anexo B)

EQUIPO DE LABORATORIO Lámpara UV portátil

REACTIVOS Alúmina, A12O3 Gel de sílice, SiO2- xH 2 O Metanol, CH3OH Cloroformo, CHC13 Éter dietílico, (CH3CH2)2O Etanol,CH3CH2OH Azul de bromotimol /?-nitrofenol Fibra de vidrio Arena para cromatografía o sulfato de sodio anhidro, Na2SO4 Placa para cromatografía en capa fina o 3 portaobjetos

PROCEDIMIENTO Se aplica una pequeña cantidad de mezcla problema (que puede ser una mezcla de azul de bromotimol y p-nitrofenol, mezcla de tinta china o estracto de pasto o

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betabel) cerca de la parte inferior de la película adsorbente* (digamos a 10 mm). La película se coloca en un recipiente con tapa en el cual se ha vertido un mínimo de disolvente (5 a 10 mm). Debe tenerse cuidado de que la zona donde se aplicó la mezcla problema no quede sumergida en el disolvente. El disolvente arrastra por ascenso capilar los distintos componentes de la mezcla, los cuales ascienden por la película adsorbente según su menor polaridad. Se deja que el líquido ascienda hasta que ya no se observe desplazamiento alguno del frente de líquido. Después de ocurrido esto, la película se deja secar y se procede a examinarla. Una vez seca la película, se podrán notar zonas más coloridas en las cuales se han ubicado los diferentes componentes de la mezcla. Si no es posible observarlos claramente, puede revelarse la película, colocándola unos momentos en un recipiente que contiene unos cristalitos de yodo, los cuales, al sublimar, realzarán aquellas zonas donde las sustancias se han estancado. También puede iluminarse la placa con una lámpara UV (hay que tener cuidado de no observar la luz directamente) para observar aquellas sustancias que no son coloridas pero son fluorescentes. Recuérdese que mientras más fuerte sea la interacción entre una sustancia y el sólido adsorbente, éste se moverá más lentamente en dicha sustancia. Es decir que un disolvente arrastrará más rápidamente las sustancias no polares. Es posible que las sustancias polares se desplacen lentamente o que no sean arrastradas por el disolvente. En condiciones definidas de trabajo, una sustancia dada puede desplazarse una distancia relativa (ds) respecto al frente del disolvente utilizado (dj). La razón entre estas distancias se llama cociente de arrastre o grado de arrastre (Rf): Rf = d/d, El valor de Rf es una propiedad fisicoquímica de cada sustancia y depende de su estructura. Para calcular Rf sólo deberán medirse las distancias recorridas por el frente del líquido y por los distintos componentes de la mezcla. La cromatografía en capa fina permite estimar qué tan bueno es un disolvente para utilizarse en cromatografía en columna. Un disolvente puede utilizarse como eluyente de algún componente de una mezcla cuando provoca un Rf del orden de 0.3 o mayor. La cromatografía en capa fina también permite analizar el número de componentes de una fracción salida de una cromatografía en columna, siempre y cuando se disponga de un buen agente revelador.

* La mezcla problema puede ser una mezcla de azul de bromotimol y p-nitrofenol, una mezcla de tintas, o extracto de pasto o betabel.

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Cromatografía I: en capa fina

FABRICACIÓN DE PLACA CROMATOGRAFICA a) b)

c) d)

Lave bien con jabón y agua los portaobjetos de vidrio y séquelos. Prepare una suspensión de 40 g de gel de sílice G en 100 mi de una mezcla 2:1 (en volumen) de cloroformo y metanol, y agítela por un minuto o hasta que obtenga una mezcla homogénea. Coloque cara a cara dos portaobjetos y sumérjalos en la suspensión, hasta que sólo 1 cm quede fuera. Extraiga lenta y uniformemente los portaobjetos de la mezcla, permitiendo que el disolvente se evapore lentamente para que no se formen grietas. Después de que el disolvente se ha evaporado, separe los dos portaobjetos y déjelos secar unos minutos.

Frente de disolvente

1 cm

(a)

(b)

Figura 1 a) Montaje de una prueba de cromatografía en película delgada; b) placa de película delgada con dos muestras a diferente distancia de arrastre ds.

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CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4.

Explique lo que entiende por cromatografía y diga cuántas clases de cromatografía conoce. ¿Cuál es la utilidad inmediata de la cromatografía en capa fina? ¿Cómo escogería el disolvente más adecuado para utilizarlo como eluyente? ¿Qué es la adsorción cromatográfica? ¿Qué diferencia existe entre adsorción y absorción?

BIBLIOGRAFÍA 1.

J. R. Mohring y D. C. Neckers. 1979. Laboratory Experiments in Organic Chemistry. 3 a ed. New York, D. Van Nostrand.

2.

Shellard, EJ. Quantitative paper and Thin Layer Cromatography, Academic Press, New York, 1968.

3.

Stahl E. Thin Layer Chromatography, a Laboratory Handbook, 2 a ed. Spring-Verlag, New York, 1969.

4.

Stock R., Rice C. B.I. Chromatographic Methods, Halsted Press of John Wiley & Sons, New York, 1959.

5.

Zweig G., Whitaker, J.R. Paper Chromatography andElectrophoresis, Vol. I and II, Academic Press, New York, 1969.

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Práctica 7

CROMATOGRAFÍA II: EN COLUMNA OBJETIVO El alumno entenderá el principio de la cromatografía y utilizará sus diversas posibilidades para la purificación e identificación de compuestos orgánicos.

INTRODUCCIÓN La cromatografía en capa fina y en columna son dos ejemplos de cromatografía de adsorción. En ambos casos los sólidos adsorbentes utilizados son los mismos, pero en la cromatografía en columna el tamaño de los granos de adsorbente es considerablemente mayor. En la cromatografía en columna se utilizan principalmente dos medios absorbentes: el óxido de aluminio, A12O3, y el gel de sílice, SiO2 x H2O. La alúmina se utiliza principalmente para separar compuestos medianamente o no polares y el gel de sílice para separar compuestos orgánicos polares. La alúmina para cromatografía se encuentra disponible como un polvo fino y puede ser: acida (pH = 4), neutra (pH = 7) y básica (pH = 10). La alúmina activada es aquella que se ha sometido a un tratamiento térmico para eliminar su contenido de agua, lo cual le confiere capacidades adsorbentes muy importantes. Una alúmina activada de grado I (según el sistema de clasificación de Brockman) es aquella que se ha calentado a 400-450°C y hasta que ya no pierde más agua. La alúmina que ha adsorbido un 3% de agua se denomina de grado II, la que ha adsorbido 6% es la de grado III, y las de grados IV y V son aquellas que contienen un 10% y un 15% de agua respectivamente. El grado de adsorción de una sustancia en la alúmina depende sobre todo de las fuerzas de atracción (fuerzas de Van der Walls, interacciones dipolo-dipolo, enlaces puente de hidrógeno y coordinaciones) entre la sustancia y la superficie adsorbente.

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Las sustancias orgánicas polares, como los ácidos carboxílicos, las aminas, los polioles, etc., se adsorben tan fuertemente en la alúmina que para separarlos de ella y extraerlos es necesario utilizar disolventes muy polares. El gel de sílice por lo general se utiliza como un soporte sólido del agua, por lo cual los compuestos en ella separados se reparten entre el agua fuertemente unida a la superficie de gel de sílice y el disolvente eluyente. Por tanto, la eficiencia de la separación depende de la solubilidad relativa de los compuestos entre el agua y el líquido eluyente. El gel de sílice comercial contiene por lo general de 10 a 20% de agua adsorbida y se utiliza sin necesidad de activarlo por calentamiento.

ELUYENTES En cromatografía, los líquidos utilizados para separar los compuestos adsorbidos en la columna de cromatografía deben ser progresivamente más polares. Los compuestos polares son fuertemente adsorbidos por la superficie del óxido metálico, y para separarlos (eluirlos) y extraerlos de la columna es necesario utilizar disolventes más polares. Por el contrario, los compuestos no polares se unen con menos fuerza al sólido adsorbente y son separados más fácilmente por disolventes no polares. La velocidad con la cual una sustancia es separada puede controlarse cambiando la polaridad del disolvente o el grado de actividad del sólido adsorbente. Por ejemplo, si una sustancia es eluida con rapidez pero su separación respecto de posibles contaminantes es poco eficiente, se recomienda utilizar un adsorbente más fuerte o bien utilizar un disolvente menos polar. Por el contrario, si la purificación es eficiente pero muy lenta, se recomienda cambiar el adsorbente por uno menos activo. La siguiente serie es el orden recomendado de líquidos eluyentes por probar, y va del menos al más poderoso: Alcanos (éter de petróleo, hexano, ciclohexano)
DIMENSIONES DE LA COLUMNA Tenga en cuenta que una columna más larga y delgada adsorberá más tenazmente los compuestos que una corta y ancha. Una razón de 8:1 a 10:1 entre la altura y el diámetro de la columna es lo recomendable.

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Por otro lado, es recomendable utilizar de 20 a 30 veces más de sólido adsorbente que de mezcla problema, aunque puede ser una cantidad mayor si la separación es poco eficiente. Por ejemplo: si se desea separar 10 gramos de muestra problema en una bureta de 3.4 cm, lo recomendable son 250 g de alúmina (la alúmina tiene una densidad de aproximadamente 1 g/cm3) y la columna tendrá una altura de aproximadamente 27 cm. La altura de la columna puede calcularse con facilidad (el volumen de un cilindro = 7ir2h), o en su caso el diámetro más adecuado. Por ejemplo, si se van a utilizar 20 g de alúmina y el tubo de vidrio tiene un diámetro de 1.5 cm, la columna tendrá una altura de 11 cm. El gel de sílice tiene una densidad de 0.3 g/cm3, mucho menor que la alúmina, es por ello que al trabajar con esta sustancia es necesario utilizar columnas más anchas. Por lo general, para construir una columna de cromatografía se utilizan piezas de vidrio que en su parte inferior poseen una llave para controlar la salida del líquido eluyente. Al construir una columna de cromatografía se debe tener cuidado ya que la existencia de imperfecciones, burbujas de aire atrapadas o fisuras provocará una separación deficiente de las muestras.

MATERIAL DE VIDRIO 1 bureta de 25 mi o una columna de vidrio con llave 3 matraces Erlenmeyer de 125 mi 1 vaso de precipitado de 100 mi 1 vaso de precipitado de 50 mi 1 embudo de cuello largo 1 pipeta graduada de 5 mi 1 propipeta

EQUIPO DE LABORATORIO 1 soporte universal 1 pinza para bureta (Fig. B 4c del anexo B)

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REACTIVOS Alúmina, A12O3 Gel de sílice, SiO2xH2O Placa para cromatografía en capa fina Fibra de vidrio Arena para cromatografía Hexano, C6H14 Metanol,CH3OH Cloroformo, CHC13 Éter dietílico, (CH3CH2)2O Etanol, CH3CH2OH Diclorometano, CH2C12 Tolueno, C6H5CH3 Acetona, CH3COCH3 Acetato de etilo, CH3COOCH2CH3 Azul de bromotimol /7-nitrofenol

PROCEDIMIENTO A) Montaje de la columna (Fig. 7.1) 1. 2. 3.

4. 5.

6.

Se coloca y fija la columna de vidrio en posición vertical, mediante las pinzas para ello creadas, cuidando de no apretar en exceso. Se llena la columna con líquido eluyente que se planee usar, o bien con el de menor polaridad, hasta aproximadamente la mitad. Se coloca un retén en la parte inferior interna de la columna, utilizando un trozo de fibra de vidrio. Debe tenerse cuidado de que no queden burbujas de aire atrapadas. A continuación, se cubre con una capa de entre 5 y 10 mm de arena blanca (aunque puede utilizarse sulfato de sodio anhidro). Se agrega lentamente el sólido adsorbente por la parte superior de la columna, cuidando que caiga de manera uniforme en el fondo de ésta. Este paso se lleva a cabo lentamente para que la columna formada sea firme pero no apretada y permita el paso del disolvente. Unos pequeños golpes a los lados de la columna permiten obtener una columna uniforme, horizontal y sin burbujas atrapadas. Si se observan canales o muchas burbujas atrapadas, es mejor extraer el disolvente y rehacer la columna. 62




7. 8.

Una vez agregado todo el adsorbente, se adiciona una capa de 5 mm de arena blanca para proteger la capa de adsorbente. Se elimina el líquido eluyente en exceso, cuidando que su nivel nunca sea inferior a la capa superior de arena.

Nota:

a) Si se va a utilizar un disolvente más polar que el tetracloruro de carbono, se recomienda mezclar el sólido adsorbente en dicho disolvente y después adicio-narlo a la columna, para evitar la presencia de burbujas de aire atrapadas y que el líquido se evapore, seque la columna y la arruine. b) Si se construye una columna de gel de sílice, ésta debe adicionarse a la columna lo más lentamente que se pueda ya que contiene mucho más aire que la alúmina.

tt)

Fibra de vidrio o algodón

Figura 7.1 Montaje de una columna de cromatografía.

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B)Elusión Prepare una disolución de la mezcla problema, lo más concentrada posible (en no más de 5 mi del líquido eluyente). Antes de adicionar la disolución problema, por la parte superior de la columna, cerciórese de que el nivel de líquido no se encuentre muy por arriba de la capa de arena, pues un exceso de disolvente provocará una mezcla y una separación deficiente de sus componentes. Si la muestra problema no se disuelve en el disolvente de la columna, puede agregarse una pequeña cantidad de un disolvente más polar para disolverla. A continuación se abre la llave de la columna para permitir la salida del eluyente hasta que su nivel superior quede al ras de la capa de arena. Para iniciar la separación se agrega más disolvente y se abre nuevamente la llave de flujo, evitando siempre que la columna se seque. Si el disolvente utilizado no favorece la separación, se agrega otro de mayor polaridad. La separación se considera eficiente cuando el flujo de disolvente provoca la formación de bandas fácilmente distinguibles y separadas en el tramo de columna. Recolecte cada banda de color que sale de la columna en un matraz bien etiquetado para su posterior manipulación. Si un primer disolvente no arrastra fracción alguna, se pueden agregar mezclas de concentración creciente de otro disolvente, de distinta polaridad (disueltas en el primero), para evitar que el calentamiento provocado por una mezcla abrupta de disolventes con polaridades muy diferentes fracture la columna. El tiempo óptimo de salida del eluyente es de aproximadamente 2 ml/7 min, ya que un flujo más grande no permite que el equilibrio de adsorción ocurra correctamente. Cuando los componentes de una mezcla problema no son coloridos, puede utilizarse una lámpara UV para detectarlas. Si aun de esta forma no son observables, se deberá realizar una recolección en matraces pequeños y numerados, los cuales se analizarán por espectroscopia UV-Visible u otra técnica para poder combinar aquellos que contienen una única y misma fracción. Si no se detecta componente alguno de la mezcla, será necesario cambiar de eluyente.

C) Purificación Para obtener los distintos componentes de la mezcla problema en forma pura, se eliminan los disolventes por destilación en un evaporador rotatorio. Si alguno o algunos de los componentes de la mezcla fueran muy difíciles de extraer, puede recurrirse a la cromatografía en columna seca. Esta seudotécnica

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consiste en permitir la separación de los componentes de la mezcla en la columna —aunque no se extraigan—, eliminar lo más posible de eluyente, extraer el sólido adsorbente y cortar en rodajas las distintas fracciones observadas. Después se lava cada rodaja con el o los disolventes que logren separar cada sustancia del sólido adsorbente, y por último se evaporan todos los disolventes. Nota: Si no se desea separar mezclas de productos naturales, puede prepararse una mezcla problema de entre las siguientes: a) b) c)

1 mg de azul de bromotimol y 1 mg de p-nitrofenol, eluyendo con metanol. 50 mg de p-nitroanilina y 70 mg de o-nitroanilina, eluyendo con benceno (aunque no es recomendable) sobre alúmina grado IV. Una mezcla 1:1:1 de benzofenona, difenilmetanol y difenilo, eluyendo con éter de petróleo, benceno y éter (en ese orden) sobre alúmina grado IV. Estas tres sustancias incoloras se recolectan en matraces de hasta 25 mi, para posteriormente analizarse por cromatografía en capa fina u otra técnica.

CUESTIONARIO 1. 2.

3. 4.

¿La alúmina y el gel de sílice son los únicos sólidos adsorbentes que se pueden utilizar en cromatografía? Si al realizar una separación cromatográfica en columna de gel de sílice llena con cloroformo ningún componente se puede separar, ¿qué haría usted para separar los distintos componentes? Si trabajara con compuestos que no son coloridos ni fluorescentes, ¿de qué otra manera podría realizar una separación exitosa? Si realiza una separación con una columna de alúmina usando cloroformo como eluyente, ¿en qué orden salen el éter dietílico, el p-nitrotolueno, el benceno y el cloroetano, que tienen los momentos dipolares (x 1018): 1.0, 4.5,0.0 y 2.0 respectivamente?

BIBLIOGRAFÍA 1.

Determann H, Gel Chromatography, a Laboratory Handbook, 2a ed. SpringVerlag, New York, 1969.

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2.

Fischer, L. Introducción a la Cromatografía en Gel, Editorial el Manual Moderno, S.A. México, 1975.

3.

J. R. Mohring y D. C. Neekers. 1979. Laboratory Experiments in Organic Chemistry. 3a ed. New York, D. Van Nostrand.

4.

Stock, R., Rice C.B.L Chromatographic Methods, Halsted Press of John Wiley & Sons, New York, 1959.

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Práctica 8

ISOMERÍA CIS-TRANS: ISOMERIZACION DEL ÁCIDO MALEICO A FUMÁRICO OBJETIVO El alumno comprenderá el concepto de isomería, en particular el de isomería cistrans, al realizar la transformación del isómero cis del ácido 2-butenodióico (ácido maleico) al isómero trans, o ácido fumárico, y observará sus formas cristalinas y sus diferentes puntos de fusión.

INTRODUCCIÓN Dos sustancias son isómeros cuando poseen la misma fórmula molecular pero difieren en la conectividad o en la disposición espacial sus átomos. Los ácidos maleico y fumárico pueden obtenerse a partir del ácido málico, ya que éste se deshidrata en presencia de medio ácido, formándose el carbocatión intermediario. Cuando el proceso se realiza a baja temperatura los grupos carboxilo (-COOH) se repelen mutuamente; en consecuencia, el enlace a gira de tal modo que al formarse el doble enlace estos grupos quedan ubicados en lados opuestos del enlace n, obteniéndose el ácido fumárico (isómero trans). Cuando la reacción se realiza a mayor temperatura, los grupos carboxilo pueden vencer la mutua repulsión y al formarse el doble enlace tales grupos quedan ubicados del mismo lado del doble enlace TC, obteniéndose así el ácido maleico (isómero cis).

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HOOC-CH-CH-COOH

HOOC COOH a | TI | > HOOC-CH—CH-COOH —->HC=CH + H+

II

I +

H OH ácido málico

H 1

ácido maleico (isómero cis)

HOOC

In

HC=CH

+H +

COOH ácido fumárico (isómero trans) Debido a que en la estructura del ácido maleico los grupos qarboxilo se localizan uno frente al otro es muy fácil que reaccionen, produciéndose entonces el anhídrido maleico. Esta propiedad permite diferenciar y separar al ácido maleico del fumárico. En nuestro experimento se parte precisamente del anhídrido maleico que se hidroliza fácilmente para dar el ácido maleico, bastante soluble en agua y que tiene un bajo punto de fiisión (130°C). Por otra parte, el doble enlace del ácido maleico puede hidratarse fácilmente con ácido clorhídrico que lo isomeriza en ácido fumárico, muy insoluble y de punto de fusión elevado (más de 220°C).

MATERIAL 2 vasos de precipitado de 50 mi 2 tubos de ensaye medianos 2 tubos de ensaye pequeños 1 embudo Buchner 1 matraz Kitazato

EQUIPO DE LABORATORIO 1 espátula 1 parrilla de calentamiento 1 báscula 1 aparato de Fisher-Johns (Fig. C 11 del anexo C)

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Isomería cis-trans: Isomerización del ácido maleico a fumárico

SUSTANCIAS Anhídrido maleico, C4H4O3 Ácido clorhídrico, HC1 Permanganato de potasio, KMnO4 Bromo, Br2 (de preferencia disolución al 1%) Agua destilada

PROCEDIMIENTO Se disuelven 2.5 g de anhídrido maleico en 5 mi de agua destilada. Hecho esto, se calienta hasta fundir el anhídrido maleico y a continuación se agrega un poco de agua para disolver el ácido maleico formado. La solución se enfría y se filtra en un embudo Buchner. El sólido filtrado se seca, y se determina su punto de fusión (Pf = 130.5°C) con el aparato de Fisher-Johns. Al líquido filtrado se le adiciona un poco de ácido clorhídrico concentrado (entre 1.5 y 2 mi es suficiente), se calienta suavemente hasta que dé la solución empiecen a separarse los cristales de ácido fumárico, lo cual ocurre al calentar durante 5 a 10 min. Se deja enfriar la mezcla, se filtra el sólido, se seca, se pesa y se determina su punto de fusión (mayor de 220°C).

PRUEBA En dos tubos de ensaye pequeños se colocan unos 10 mg de ácido maleico y ácido fumárico y se observa qué pasa al agregar a cada tubo 1 mi de solución acuosa de bromo al 1%. La prueba se repite con solución de permanganato de potasio. Para comprobar que las sustancias obtenidas son ácidos carboxílicos, se utiliza un indicador universal como el de la práctica 2. Nota: Se recomienda que la disolución al 1% de bromo sea preparada por el profesor en un lugar ventilado y se utilicen guantes y lentes de protección.

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CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5. 6.

Defina el concepto de isomería. Describa los tipos de isomería más frecuentes en química orgánica. ¿A qué se debe la mayor solubilidad del ácido maleico en agua? ¿Por qué el ácido fumárico hierve a mayor temperatura? Describa el mecanismo de reacción de la transformación de ácido maleico a fumárico. En la anterior experiencia, ¿el ácido clorhídrico es un reactivo o un catalizador? Suponga una mezcla sólida problema que entre sus componentes tiene al ácido fumárico; ¿cómo lo separaría del resto de los componentes?

BIBLIOGRAFÍA 1.

H. Murillo. 1970. Tratado elemental de química orgánica. 10a ed. México, ECLALSA,p.241.

2.

R.T. Morrison y R.N. Boyd. 1992. Química orgánica. 5a ed. México, AdissonWesley Iberoamérica.

3.

S. H. Pine. 1993. Química orgánica, 2a ed. México, Me Graw-Hill.

4.

X. A. Domínguez. 1989. Experimentos de química orgánica. México, Limusa,p. 75.

70



Práctica 9

REACCIONES DE SUSTITUCIÓN NUCLEOFÍLICA (SN): SÍNTESIS DE LOS CLORUROS DE A7-BUTILO Y ferf-BUTILO OBJETIVO a)

El alumno sintetizará los cloruros de «-butilo y terí-butilo a partir de los alcoholes respectivos. El alumno comprenderá que estos compuestos se obtienen mediante reacciones de sustitución nucleofílica (SN). El alumno evaluará la importancia del efecto estérico en la obtención de los productos, así como la formación del intermediario más estable.

b) c)

REACCIONES Para realizar un análisis del efecto estérico, es recomendable elegir las experiencias a y c que se presentan a continuación. Ahora bien, puede compararse el poder nucleófilo del ion cloruro y el ion bromuro realizando las experiencias a y b. Si el profesor considera muy tediosas y largas estas experiencias, puede sugerir solamente la experiencia a para ilustrar una reacción de sustitución nucleofílica. ZnCl, a)

CH3CH2CH2CH2_OH + HC1

b) c)

CH3CH2CH2CH2_OH + NaBr (CH3)3C-OH + HC1

2 4

»

* CH3CH2CH2CH23r (CH3)3C-C1

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MATERIAL DE VIDRIO 1 juego de química conjuntas 19/22 3 matraces Erlenmeyer de 25 mi 1 vaso de precipitado de 50 mi 1 matraz Kitazato de 100 mi 1 pipeta graduada de 5 mi

EQUIPO DE LABORATORIO 2 soportes universales 3 pinzas de tres dedos c/ nuez 1 anillo de hierro para soporte universal 1 parrilla 1 reóstato 1 manta de calentamiento 1 termómetro 1 espátula 1 propipeta

REACTIVOS Alcohol n-butílico, n-C4H9_OH Alcohol tert-butilico t- C4H9_OH Ácido clorhídrico, HC1 Ácido sulfúrico, H2SO4 Cloruro de cinc, ZnCl2 Bicarbonato de sodio, NaHCO3 Sulfato de sodio anhidro, Na2SO4 Bromuro de sodio, NaBr

PROCEDIMIENTO A) Síntesis de cloruro de tert-butilo: Se mezclan 2.5 g de alcohol tert-butilico y 10 mi de ácido clorhídrico concentrado en un pequeño vaso de precipitado de 50 mi (mezclar en la campana). La mezcla

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Reacciones de sustitución nucleofilica (SN): Síntesis de los cloruros de n-butilo y íert-butño

se transfiere a un embudo de separación pequeño y se deja reposar por 40 minutos, procurando agitar de vez en cuando. Se deja reposar, hasta que se formen dos fases, y entonces se elimina la fase acuosa. La fase orgánica se lava con 5 mi de agua destilada y dos veces con 5 mi con disolución al 5% de bicarbonato de sodio (precaución: la mezcla de bicarbonato de sodio con el medio ácido provoca la formación de CO2; debe aliviarse la presión generada en cada extracción). El producto se vierte en un matraz Erlenmeyer de 25 mi y se seca con suficiente sulfato de sodio anhidro. El líquido se transfiere a otro matraz Erlenmeyer, seco y previamente pesado. El cloruro de terí-butilo puede purificarse destilando a 4951°C. El rendimiento esperado es del 90%.

B) Síntesis de bromuro de butilo: Se colocan 2.5 g de bromuro de sodio, 3 mi de agua y 1.9 mi de alcohol n-butílico en un matraz redondo de 50 mi. La mezcla se enfría en agua con hielo y se adiciona lentamente 2.1 de ácido sulfúrico concentrado, sin dejar de agitar. Se coloca un refrigerante sobre el matraz redondo y se calienta la mezcla a reflujo por 30 minutos. Se deja enfriar lentamente para que la reacción termine. Con el mismo condensador, se monta ahora un sistema de destilación y se recibe la fracción que hierve a 115°C. Se detiene la destilación cuando ya no se observa la salida de gotas de sustancia insoluble en el agua (se recomienda realizar pequeñas pruebas a la gota en tubos de ensaye). Un incremento en el punto de ebullición se debe a la ebullición del bromuro de n-butilo y agua que contiene cantidades crecientes de ácido sulfúrico. El destilado se transfiere a un embudo de separación y se lava con 5 mi de agua destilada. Si se observa una coloración rosada, debida a trazas de bromo, se deberán agregar unos granos de bisulfito de sodio y agitar varias veces para que la coloración desaparezca o disminuya. Se separa el bromuro de butilo, la capa inferior de líquido, y se vuelve a lavar con 2 mi de ácido sulfúrico concentrado frío, se agita vigorosamente por 5 minutos y se deja reposar para que se separen las capas. Después de aproximadamente 5 minutos se separa la capa de bromuro (ahora será la capa superior, pues el ácido sulfúrico concentrado tiene una densidad de 1.84 gr/ml y el bromuro una densidad de 1.275 g/ml) y se lava con 2.0 mi de una disolución al 5% de NaOH. El bromuro de butilo turbio se seca con un poco de sulfato de sodio anhidro y la mezcla se calienta ligeramente hasta que se torna transparente. Se decanta el líquido y se transfiere a un matraz redondo seco y limpio para que destile el bromuro de butilo a 99-103°C. El volumen de líquido obtenido se pesa y se mide (aproximadamente 1.9-2.3 g, 42-50% de rendimiento). De ser posible, obténgase el espectro IR del compuesto.

73




C) Síntesis de cloruro de butilo En un matraz redondo se colocan 5 g (6.2 mi) de n-butanol, 11 mi de ácido clorhídrico concentrado y 18.4 g de cloruro de zinc anhidro. Se adapta un condensador al matraz redondo para mantener un reflujo por dos horas, con agitación constante. Para evitar que escapen vapores de ácido clorhídrico, se adapta una junta a la parte superior del condensador para que los vapores se hagan burbujear en un matraz pequeño con agua. Transcurridas las dos horas de reflujo, se modifica el sistema y se monta un sistema de destilación para obtener su producto, el cual hierve a 115°C. Se separa la fracción superior del destilado, se mide su volumen y se transfiere a otro matraz redondo. Se agrega el mismo volumen de ácido sulfúrico concentrado y se calienta a reflujo por aproximadamente 30 minutos. Entonces se destila el producto, el cual hierve a 76-79 °C. El compuesto se transfiere a un embudo de separación y se lava con 6 mi de agua destilada, 2.5 mi de una disolución al 5% de hidróxido de sodio y por último con otros 6 mi de agua destilada. Se procede a secar con suficiente sulfato de sodio anhidro. Si se desea purificar más, puede volverse a destilar a 75-78 °C. El volumen de líquido obtenido se pesa y se mide (rendimiento de 60 a 65%) para calcular el rendimiento. De ser posible, obténgase el espectro IR del cloruro de tert-butilo (espectro IR-21 en el anexo A).

NOTAS Se utiliza ácido sulfúrico concentrado para remover impurezas de alto punto de ebullición que no pueden separarse por simple destilación. Se recomienda utilizar sulfato de sodio anhidro como desecante, ya que el cloruro de calcio anhidro podría provocar la eliminación del cloruro en el producto en caso de que la mezcla aún sea acida.

CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5.

¿Cuál es el mecanismo de reacción en cada caso? ¿Qué otros productos se pueden formar? ¿Qué efecto tiene en la reacción el utilizar un alcohol primario en lugar de uno terciario? En el mecanismo planteado, ¿qué carbón es más estable; uno primario, uno secundario o uno terciario? Para sintetizar cloruro de butilo es necesario calentar y para obtener el cloruro de tert-butilo no. ¿Por qué?

74



Reacciones de sustitución nucleofílica (SN): Síntesis de los cloruros de «-butilo y tert-butilo

6. 7.

¿Con cuál alcohol se obtiene mayor rendimiento de producto? ¿Por qué? Basándose en los rendimientos arriba indicados de bromuro de butilo y cloruro de butilo, explique: ¿cuál es el nucleófilo más poderoso, el cloro o el bromo? ¿Qué reacción ocurrirá con mayor rapidez y por qué?

BIBLIOGRAFÍA 1.

A. I. Vogel. 1989. Textbook ofPractical Organic Chemistry. 5a ed. London, Longman Scientific & Technical, p. 383.

2.

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3.

M. Fieser y L.F. Fieser. 1974. Organic Synthesis. Vol. 1. New York, John Wiley& Sons, p. 441.

4.

R. K. Stevens y J. A. Hodgenson, Modern Classics in Analitical Chemistry. Vo\29Am. Chem. Soc, 205, 2 (1976).

5.

L.A. Kirk. Enciclopedia de tecnología química. Tomo XI, 3a ed. USA, John

Wiley&Sons.

75





Práctica 10

ESPECTROSCOPIA EN LA REGIÓN DEL INFRARROJO OBJETIVOS a) b) c)

El alumno comprenderá el principio básico de la espectroscopia, en particular la espectroscopia en la región del infrarrojo (IR). El alumno aprenderá a identificar las señales típicas de los grupos funcionales más comunes en química orgánica. El alumno obtendrá los espectros IR de sustancias sólidas y líquidas, analizará las señales más importantes y propondrá estructuras para los espectros obtenidos.

INTRODUCCIÓN El espectro electromagnético está constituido por una amplia gama de regiones entre las que destacan (Tabla 10.1): luz visible (Vis), región del ultravioleta (UV), región del infrarrojo (IR), región de los rayos X, región de las microondas, región de las ondas de radio, etc. La radiación electromagnética puede describirse por su longitud, que es la distancia de un ciclo completo de la onda (A,, letra griega larnda), o por su frecuencia (v, letra griega nu), que es el número de ciclos de la onda que pasan por un punto por unidad de tiempo, por lo general el segundo.

77




TABLA 10.1 PRINCIPALES REGIONES EN QUE SE DIVIDE EL ESPECTRO ELECTROMAGNÉTICO Y EFECTO QUE PROVOCA CADA ZONA AL INCIDIR SOBRE LA MATERIA Región

Mm)

Energía KJ/mol

Efecto

Rayos gamma

<10-10

> 106

Transiciones nucleares

Rayos X

10-M0- 10

104-106

Transiciones de electrones internos

Ultravioleta (UV)

4 x 1 0 - 7 - 10-8

103-104

Pérdida de electrones de valencia

Visible (Vis)

8 x 1 0 ~ 7 - 4 x 10-8

102 - 103

Transiciones electrónicas

1-50

Vibraciones moleculares

0.01 a 1

Rotaciones moleculares

Infrarrojo (IR) Microondas

4

10- -2.5 x 10* 2

10" -10"

4

2

Ondas de Radio

10"

0.01

Resonancia del espín del electrón (RSE*)

Ondas de Radio

10

10" 5

Resonancia del espín nuclear (RMN**)

* ESR = Resonancia del espín del electrón. **RMN = Resonancia magnética nuclear.

La región de la luz visible constituye una pequeña parte del espectro global (de 3.8 x 10"5 cm a 7.8 x 10~5 cm de longitud de onda) y está limitada por las regiones del infrarrojo y del ultravioleta. Cuando una sustancia se expone a radiación electromagnética, absorbe energía de ciertas longitudes de ondas pero deja pasar otras. Cuál radiación es absorbida y cuál no depende tanto de la estructura del compuesto como de la longitud de onda de la radiación. Si el material se expone a radiación de un intervalo de energía, o lo que es lo mismo un intervalo de longitudes de onda, y se determina cuáles longitudes de onda absorbe y cuáles no y en qué grado, se dice que se obtiene su espectro de absorción en dicha región. Al absorber la molécula energía proveniente de la radiación que incide en ella, se dice que pasa a un estado excitado; en consecuencia, debe disipar de algún modo dicha energía para volver a su estado inicial o basal. Para disipar el excedente de energía la molécula puede incrementar la amplitud de sus movimientos, haciendo que los enlaces se alarguen, se flexionen o giren. Otras formas en que la molécula

78




reacciona a la absorción de energía pueden dar como resultado un cambio en la forma y tamaño de su nube de electrones, e incluso la pérdida o aceptación de electrones, la emisión de fotones, etcétera.

ESPECTROSCOPIA IR DE MOLÉCULAS ORGÁNICAS La región de infrarrojo (IR) de espectro electromagnético cubre el intervalo que queda justo por debajo del visible (7.8 x 10~5 cm) hasta aproximadamente 10~2 cm, pero sólo la porción central, que va de 2.5 x 10"3 cm hasta los 2.5 x 10 ^ cm, se utiliza para identificar y cuantificar compuestos orgánicos, inorgánicos u organometálicos. Por conveniencia, las longitudes de ondas en la región del IR suelen expresarse en micrómetros: 1 |um = 10 ~3 cm, y las frecuencias en función del número de onda (v en cm"1), que es simplemente el recíproco de la longitud de onda expresada en centímetros. La energía de que normalmente dispone una molécula provoca que los átomos que la forman oscilen y vibren y que los enlaces que los unen se estiren y flexionen. Todos estos movimientos combinados dan como resultado varios tipos de movimientos relativos, algunos de los cuales son los abajo expuestos:

Alargamiento simétrico

Alargamiento asimétrico

Flexión en el plano

Flexión fuera del plano

Figura 10.1 Algunos de los movimientos más comunes que provoca la radiación infrarroja en una molécula tetraédrica.

Una molécula efectúa cada uno de estos movimientos a frecuencias específicas y que corresponden a niveles que le son accesibles. Los enlaces interatómicos suelen representarse como si tuvieran una longitud fija, pero la verdad es que los valores dados son en realidad un promedio porque los enlaces se encuentran en

79




continuo movimiento, ya sea que se estiren y flexionen, se alarguen o contraigan. Por ejemplo, un enlace C-H típico que mide como promedio 1.10 Á oscilará a una frecuencia específica. Un enlace en particular de una molécula absorberá energía de la radiación electromagnética incidente si las frecuencias de ésta y de la vibración son iguales. En otras palabras, cada frecuencia de la luz absorbida por la molécula corresponde a la vibración de un enlace especifico; así, puede verse en su espectro IR qué tipo de vibraciones moleculares presenta una muestra en particular. Estas frecuencias a las que ocurre un determinado movimiento de cierta agrupación particular de átomos en una molécula han sido perfectamente determinadas y tabuladas.

INTERPRETACIÓN DE UN ESPECTRO INFRARROJO La interpretación completa de un espectro infrarrojo es difícil, en virtud de que la mayoría de las moléculas orgánicas están formadas por gran cantidad de átomos, cuyos movimientos relativos y combinados dan origen a cientos de señales en su espectro IR (estiramientos, flexiones, etc.). Esta complejidad resulta valiosa porque el espectro de cada sustancia sirve como huella digital inconfundible de un compuesto especifico. Por tal motivo, la región del infrarrojo que queda por debajo de los 1800 cnr 1 se denomina región de las huellas dactilares. Para la determinación de estructuras, la gran cantidad de absorciones que suelen presentarse en la mayoría de los espectros hace difícil la interpretación correcta. Sin embargo, no es necesaria la interpretación completa de un espectro IR para obtener información valiosa de los grupos funcionales presentes, la posible estructura de la molécula o la pureza de la misma. En la tabla 10.2 se muestran las zonas donde se localizan las absorciones de los grupos funcionales más comunes en el IR, y en el anexo A de espectros IR se puede observar la mayoría de las señales a que hacemos referencia en dicha tabla. Al analizar un espectro IR es conveniente considerar las zonas en que aparecen las señales principales (Fig. 10.2), ya que ello nos orientará sobre la posible identidad del compuesto.

80




Enlaces con hidrógeno

Triples enlaces

Dobles enlaces

Región de las flexiones Enlaces simples Núcleos de masa moderada

2700

4000

Enlaces simples Núcleos pesados

1000

2000 1600 frecuencia (v, en cm~1)

300

Figura 10.2 Esquema de las distintas regiones en que se puede dividir un espectro infrarrojo.

TABLA 10.2 ABSORCIONES EN LA REGIÓN DEL IR DE LOS GRUPOS FUNCIONALES ORGÁNICOS MÁS COMUNES (CONSÚLTENSE LOS ESPECTROS IR DEL ANEXO A) Grupo funcional

Posición de la banda v/(cirr 1 )

Intensidad de la banda (u. a.)

Alcanos y grupos alquilos CH C H (aldehídico)

2850-2960 1350-1470 2720

Media a alta Media Pequeña y aguda

3020-3080, 675-1000 (f) 1640-1680

Media Media Media

3300 2100-2260 610-700 (f)

Alta Media Pequeña

3000-3100 675-870 1500-1600

Media Media Alta

Alquenos C=C-H C=C-

Alquinos C=C-H C=C-

Compuestos aromáticos CH C=C-(aromático)

81




Posición de la banda (cm-1)


Halogenuros de alquilo CCI CBr Cl

750 650 500

Media Media Media

Alcoholes, fenoles O H (monómero) 0 H (puentes de hidrógeno) CO

3610-3640 3200-3600 1050-1150

Alta y aguda Alta y ancha Media

Éteres, Ac. carboxílicos, esteres, amidas CO

1080-1300

Media

Aminas NH CN

3300-3500 1180-1360

Media Media

Compuestos carboxílicos; aldehidos, cetonas, ácidos carboxílicos y sus derivados C=O

1690-1760

Alta

Ácidos carboxílicos OH

3500-3100

Alta y muy ancha

2210-2260

Media

1540-1560 1345-1385

Alta

Grupo funcional

Nitritos CN Nitro NO2

82




Grupo funcional

Compuestos sulfo C=S S=Ode Sulfóxidos Sulfonas Sulfitos Cloruros de sulfonilo Sulfonamidas Ácidos sulfónicos

Enlaces a hidrógeno Si-H Ge-H P-H As-H S-H Se-H F-H Cl-H Br-I I-H Otros grupos O-NO2 (nitratos) O-NO (nitritos) C-NO (comp. nitrosos) N=N (Diazo) N=C=N (diimidas) - N 3 (azidas) C=N S-0 P-0 Se-0 B-O B-F N-F Br-Br

Posición de la banda (cm-1)


1050-1200

Media

1030-1070 1140-1160 1300-1350 1150-1230 1350-1430 1185-1165 1340-1370 1140-1180

Media Media Media Media Media Media Media Media

1150-1210 1030-1060 650

Media Media

2150 2100 2300 2200 2600 2300 4100 3000 2650 2300

Media Media Media Media Media Media Media Media Media Media

1600-1650 1650-1680 1500-1600 1575-1630 2130-1155 1650 500-600 500-600 400-450 600-650 1400 1070 800

Media Media Media Media Media Media Media Baja Baja Baja Media Media Baja

83




SEÑALES CARACTERÍSTICAS DE LOS PRINCIPALES GRUPOS FUNCIONALES Para aclarar cualquier duda, consúltense los espectros referidos en el anexo A de espectros IR. a)

Aléanos (Espectro IR-1): Su espectro se caracteriza por presentar señales agudas e intensas en dos regiones principales: 2850-2960 cnr 1 , asignadas a las vibraciones de los enlaces C-H; y 1350-1470 cnr 1 , asignadas a las vibraciones de los grupos metilo.

b)

Alquenos (Espectro IR-2): Su espectro se caracteriza por presentar señales agudas e intensas en tres regiones principales: 3020 a 3080 cnr 1 , asignadas a vibraciones de los enlaces C-H; 1640 a 1680 cnr 1 , asignadas a vibraciones del grupo C=C; y 650 a 1000 cnr1, asignadas a las flexiones del alqueno. Debemos mencionar que cuando existe un doble enlace en un extremo de la cadena, se presentan señales a 720 y 1465 cnr 1 correspondientes a vibraciones del grupo metileno.

c)

Alquinos Su espectro se caracteriza por presentar señales agudas e intensas en tres regiones principales: 3300 cm-1, asignadas a vibraciones de los enlaces C-H; una señal pequeña debida al triple enlace, entre 2100 y 2260 cnr 1 ; y finalmente flexiones de la cadena en la región de 610 a 700 cnr 1 .

d)

Compuestos aromáticos (Espectro IR-4): Su espectro suele ser muy rico en señales muy agudas en tres regiones principales: 3000 a 3100 cnr1, asignadas a vibraciones de los enlaces C-H; 1500 a 1600, debido a los dobles enlaces conjugados; y finalmente una serie de señales agudas y de intensidad media entre 675 y 870 cnr 1 debidas a las flexiones del anillo aromático. Para el caso particular de los derivados del benceno se puede saber si se trata de un compuesto mono, di, tri o poli-sustituido analizando las pequeñas bandas que aparecen en el intervalo de los 1670 a 2000 cnr 1 .

e)

Alcoholes (Espectro IR-5): La señal del grupo funcional O-H de los alcoholes es fácil de distinguir en el espectro IR ya que usualmente es ancha e intensa, de 3300 a 3600 cnr 1.

84




Al mismo tiempo, hay que observar una banda en el intervalo de 1050 a 1150 cnr 1 , que se debe a la vibración C-O. f)

Aminas (Espectro IR-7): El grupo funcional N-H de las aminas se distingue por una absorción característica en el intervalo de 3300 a 3500 cnr 1 , mucho más aguda y menos intensa que la de los alcoholes, y por una señal en 1180 - 1360 cnr 1 asignada a la vibración del enlace C-N.

g)

Éteres (Espectro IR-8): Se caracterizan principalmente por una señal de intensidad media cerca de los 1100 cnr 1 atribuida al enlace C-O.

h)

Cetonas (Espectros IR-9 e IR-10) El espectro IR de las cetonas se caracteriza por la señal que origina su grupo funcional C=O y aparece en el intervalo de 1690 a 1760 cnr1. Además, tiene que aparecer una señal en el intervalo de 1050 a 1150 cnr 1 , que se debe a la vibración C-O.

i)

Aldehidos (Espectro IR-11): Deben aparecer las mismas señales que se observan para las cetonas; sin embargo, se observa además una tercera banda cerca de los 2720 cnr 1 que se atribuye al hidrógeno aldehídico.

j)

Ácidos carboxílicos (Espectro IR-12): El espectro IR de los ácidos carboxílicos se caracteriza por tres señales principales: la mayor es una señal ancha e intensa que comúnmente se observa superpuesta a las señales C-H (3000 cnr 1 ); asignada a la vibración OH, aparece en el intervalo de 3100 a 3500 cnr1. La segunda señal es aguda e intensa y se atribuye al grupo C=O; aparece en el intervalo 1690 a 1760 cnr1. Por último, se observa una señal en el intervalo de los 1080-1300 cnr 1 que se atribuye al enlace C-O.

k)

Derivados de ácidos carboxílicos: amidas, éster, etc. (Espectros IR-13 a IR-16): Sus espectros se caracterizan por las señales del grupo carboxilo (1690 a 1760 cnr 1 ) y del enlace C-O (1080-1300 cnr 1 ), pero sin la señal del OH del ácido carboxílico. En su lugar aparecerán vibraciones y flexiones del tipo C-O, C-N, C-X (X = halógeno), N-H, etc., ya incluidas en la tabla 10.2.

85




1)

Nitrilos (Espectro IR-17): Su espectro se caracteriza por una señal pequeña pero aguda en los 2210 a 2260 cnr 1 debida al triple enlace carbono-nitrógeno.

EQUIPO DE LABORATORIO 2 vasos de precipitado de 25 mi 2 tubos de ensaye de 5 mi con tapón 1 espátula 1 mortero de ágata (por grupo) 1 pastilladora para muestras de IR 1 prensa (por grupo) Celda de NaCl para espectroscopia IR de líquidos (ver Fig. C 8 en el anexo C) APARATO DE FT-IR SUSTANCIAS (las más posibles entre las siguientes): Pentano o hexano Ciclohexeno Etanol, propanol, terbutanol o butanol Propanaldehído o butiraldehído Acetona o 2-butanona Ácido acético, propiónico o butírico Éter etílico Formamida N,N-dimetilformamida Acetato de isoamilo Urea Anilina o fenol Tolueno o xileno Muestra problema 1, MP1 Muestra problema 2, MP2 Bromuro de potasio seco, KBr

EXPERIMENTACIÓN Para la realización de esta práctica recomendamos que previamente se tenga una sección de principios básicos de espectroscopia en la región del IR y se analicen ejemplos de espectros de las principales familias orgánicas.

86




1.

Asigne a cada eqiüpo alguna de las muestras problema, MP1* o MP2*, y reparta según el número de equipos que formen el grupo, las sustancias siguientes: a) pentano o hexano b) ciclohexeno c) etanol, propanol, tert-butanol o butanol d) propanaldehído o butiraldehído e) acetona o 2-butanona f) ácido butírico g) éter etílico h) anilina i) tolueno o xileno. j) Muestra problema 1, MP1 y Muestra problema 2, MP2.

2.

Que cada alumno obtenga el espectro de las muestras en pastilla de bromuro de potasio o bien en celdas de cloruro de sodio, según se trate de muestras sólidas o líquidas respectivamente (Fig. C 8 del anexo C). Que cada equipo localice en los espectros obtenidos las señales características de la sustancia que se le asignó y la compare con lo obtenido por los otros equipos. Finalmente, es conveniente realizar una sesión audiovisual para discutir las similitudes y diferencias observadas entre los espectros de las sustancias analizadas y concluir sobre la identidad de las sustancias MP1 y MP2.

3.

4.

CUESTIONARIO 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

¿Qué es la espectroscopia? ¿En qué intervalo de frecuencias se localiza la región del infrarrojo que sirve para analizar compuestos orgánicos? ¿Qué es el número de onda?¿En qué unidades se expresa? ¿Qué es un espectro? ¿Qué efecto tiene la radiación infrarroja en las moléculas? ¿La espectroscopia en el IR permite identificar plenamente la identidad de cualquier sustancia? ¿Por qué? ¿Cómo distinguiría usted si un espectro corresponde a a) un alcohol y un éter? b) un ácido carboxílico y un éster? c) un aldehido o una cetona? d) un compuesto aromático de uno que no lo es?

* MP1 y MP2 pueden ser sustancias cuya identidad conozca el profesor o bien muestras de los compuestos obtenidos durante el curso.

87




BIBLIOGRAFÍA 1.

R. T. Morrison y R. N. Boyd. 1990. Química orgánica. 5a ed. México, Addison-Wesley Iberoamérica.

2.

J. R. Dyer. 1965. Applications ofAbsortion Spectroscopy ofOrganic Compounds. USA, Prentice Hall.

3.

D. H. Williams e I. Fleming. 1986. Spectroscopic Methods in Organic Chemistry. 4a ed. UK, McGraw-Hill.

4.

R. M. Silverstein y R X. Webster. 1998. Spectrometric Identification of Organic Compounds. 6a ed. New York, John Wiley and Sons.

5.

Aldrich Chemical. 1997.The Aldrich Library of FT-IR Spectra. 2a ed. Milwaukee,WI,USA.

88



ANEXOS





Anexo A ESPECTROS INFRARROJOS

4AQ

Número de onda

Espectro IR-1: de butano

Butano

Número de onda

Espectro IR-2: de 1-buteno

Número de onda

Espectro IR-3: de bromobutano

91




Benceno IOO

40O0

9OO0

2000 Número de onda

¡ooo

5*5

5¿o

Espectro IR-4: de benceno

Butano!

9OO

2000

fOOO

450

fOOO

4S0

Número de onda Espectro IR-5: de butanol

I-Butonotiol

4000

3OOO

2000

Número de onda Espectro IR-6: de butanodiol

92



Anexo A: Espectros infrarrojos

4000

«ooo Número de onda

1000

Espectro IR-7: de butilamina

Éter etílico 100

4OOO

3000

20O0

1000

490

Número de onda

Espectro IR-8: de éter etílico

100

Acetona

4000

StOOO

450

Número de onda

Espectro IR-9: de acetona

93




100

2-Bu+enona

4000

3000

tooo

450 Número de onda

Espectro IR-10: de 2-butanona

Butiroldehido

Número de onda

Espectro IR-11: de butanal

Acido buTlrico IOO

2000 Número de onda

1000

450

Espectro IR-12: de ácido butanoico

94




100

Cloruro dttHJtonoilo

4OOO

490

3OQ0

Número de onda

Espectro IR-13: de cloruro de butanoilo

•00

Butiroto de metilo

4OOO

2000

1000

eoo

6Q0

430

Número de onda

Espectro IR-14: de butirato de metilo

BuTanomkta

450

Número de onda

Espectro IR-15: de butanamida

95




100

Anhídrido butírico C=>

tooo

woo Número de onda

Espectro IR-16: de anhídrido butírico

Butironitrilo 100 r-r

Número de onda

Espectro IR-17: de butironitrilo

ümoneno JOO

40O0

3000

^000 Número de onda

Espectro IR-18: de limoneno

96




IOO

Cofeina

Espectro IR-19: de cafeína

IOO

Acido ocetilsolicrijco

4OOO

3OOO

Número de onda

Espectro IR-20: de ácido acetil salicílico

IOO

Cloruro de tertbutilo

Número de onda

Espectro IR-21: de cloruro de tert-butilo

97





Anexo B MATERIAL DE VIDRIO Y EQUIPO DE LABORATORIO

(a)

(b)

(c)

Figura B 1 a) Baño caliente o "baño María ", b) bomba de vacío portátil c) cuba hidroneumatica, d) gradilla, e) triángulo de porcelana, j) malla de asbesto y g) mecheros de Bunsen. 99




Figura B 2 a) Soporte universal, b) cucharilla de ignición, c) espátulas, d) escobillas, e) tripié de hierro, f) guantes de asbesto, g) guantes resistentes a ácidos, h) jarra de revelado de placas cromatográficas, i) desecador, j) desecador con adaptador para vacío.

100



Anexo B: Material de vidrio y equipo de laboratorio

(a)

(b)

(c)

(f)

(h)

(i)

Figura B 3 o) Picetas, b) goteros, c) embudos cónicos, d) cápsula de porcelana, e) crisol, j) mortero con pistilo, g) cristalizador, h) caja de Petri, i) vidrio de reloj.

101




(d) Figura B 4 a) Pinzas con nuez, b) pinzas de tres dedos con nuez, c) pinzas dobles para bureta, d) pinzas para crisol, e) pinzas para cápsula de porcelana, j) pinzas para tubo de ensaye, g) pinzas revestidas para vaso de precipitado.

102




\J Figura B 5 a) Vasos de precipitado, b) tubo de ensaye, c) probeta graduada, d) picnómetro, e) dispositivo de sublimación o t(dedofrío",j) tubos para desecador, g) adaptador para termómetro, h) tubo de Thiele, i) embudo Büchner de porcelana, j) embudos Büchner con disco poroso.

103




(b)

(c)

Figura Bl a) Termómetro, b) bureta, c) pipeta graduada, d) pipeta volumétrica, e) micropipeta automática.

^ ^

(a)

(b)

(c)

(e)

(f)

Figura B 7 aj Columna para cromatografía, b) columna Vigreaux, c) columna Snyder, d) columna de bulbos Kugeirohr, e) condensador Liebing con camisa interna, f) condensador Allihn o de rosario, g) condensador de Graham o de serpentín, h) condensador Friedrichs. 104




(g) Figura B 8 a) Adaptador para destilación Claisen, b) conector en "Y" para destilación, c) adaptador en "Y" para destilación y con adaptador para termómetro, d) adaptador para destilación curvo de 105°, e) adaptador curvo (105°) para destilación a vacío, j) adaptador recto para destilación a vacío, g) junta Dean Stark.

105




Figura B 9 a) Embudo de separación, b) matraz aforado, c) matraz Erlenmeyer, d) matraz Kitazato, e) matraces redondos con fondo plano, f) matraces redondos, g) matraz redondo de cuello largo sin junta esmerilada, h) matraz de tres bocas de 250 mi, i) matraz de tres bocas de 500 mi.

106




(a)

(b)

(c)

(d)

(e)

«cu

M

n

Tsf Q (f)

(g)

(h)

(i)

(j)

(k)

(1)

/

(m)

Figura B 10 Equipo básico de micrométodos: a) Matraz Erlenmeyer, b) viales, c) matraz redondo, d) junta Ciáis en, e) adaptador para destilación a vacío, f) condensador de aire para reflujo, g) agitador magnético, h) jeringa, i) cristalizador de Craig,j) tubo colector de muestras de cromatografía de gases, k) condensador de aire, 1) destilador de Hickman simple, m) destilador de Hickman con adaptación lateral, n) condensadores, ñ) tubo de seguridad para burbujeo de gases, o) tubo conectorpara desecador.

107





Anexo C MONTAJE DE DISPOSITIVOS EXPERIMENTALES

Figura C 1 Sistema de destilación simple.

Figura C 2 Sistema de destilación fraccionada con columna Vireaux; ésta puede sustituirse con un condensador Liebing empacado con fibra de vidrio.

109




Figura C 3 Sistema de destilación simple con adición lateral en matraz de tres bocas.

Figura C 4 Sistema de destilación simple en matraz de dos bocas, con llave par a flujo de atmósfera inerte y conexión a vacío.

110



Anexo C: Montaje de dispositivos experimentales

Figura C 5 Sistema de destilación por arrastre de vapor en matraz de tres bocas.

Figura C 6 Filtrado simple en papel y b) filtrado a vacío en embudo Buchnery matraz Kitazato.

111




-coa:

(a)

(b)

(c)

Figura C 7 Sistema de reflujo simple, b) sistema de reflujo con desecador, c) sistema de reflujo con desecador y embudo de adición en matraz de tres bocas.

Soporte frontal

Cristales de NaCI

Guia de ventana

Soporte posterior

Figura C 8 Portaceldas de NaClpara espectroscopia IR con muestras líquidas.

112



Anexo C: Montaje de dispositivos experimentales

Ocular

Termómetro Ajuste del prisma de Amici

Tornillo de ajuste burdo

Recirculación de agua

Tornillo de ajuste fino

Prisma porta-muestra

Brazo extensor de la lámpara

Lámpara

Interruptor para lectura

Figura C 9 Refractómetro deAbbe.

113




Por abajo (b)

Figura C 10 Lecturas en el refractómetro deAbbe: a) Ajuste por arriba, b) ajuste por abajo, c) ajuste ideal, d) lectura del valor del índice de refracción.

Control de ^voltaje Interruptor Lámpara Ocular Muestra Placa calefactora

Figura C 11 Aparato de Fisher-Johns para medir el punto de fusión.

114



Anexo D

SUSTANCIAS PELIGROSAS SUSTANCIAS PELIGROSAS MÁS COMUNES Sustancia

Riesgo

2-aminofenol:

Ocasiona dermatitis y es tóxico si se ingiere

Diluya en gran cantidad de agua y deséchelo

Polvos tóxicos

Al usarlos evite el contacto con los ojos y la piel Puede diluirse con abundante agua y desecharse

C 6 H 4 (OH)NH 2

Sales de aminobenceno y sales de anilina:

Método de eliminación

C6H5NH2HC

Compuestos de bario Todas las sales solubles de bario deben considerarse muy tóxicas

Diluya y elimine con abundante agua. Los sulfates pueden eliminarse en la forma normal en que se eliminan los sólidos

Bromo, Br2

Causa quemaduras graves Evite respirar sus vapores; Es muy corrosivo e irritante trate con disolución de carbonato de sódico, mezcle de la piel y el sistema respiratorio y elimine con abundante agua

Cromatos y dicromatos:

El polvo irrita los ojos y el sistema respiratorio La exposición prolongada de la piel puede ocasionar ulceras. Al contacto con materia orgánica (combustible) puede provocar incendios

Diluya con abundante agua hasta formar una suspensión y elimínela

Tóxicos por ingestión Tóxicos por inhalación del gas HCN (producido por la acidificación de las sales). Se absorben por la piel

Coloque cuidadosamente los sólidos en un recipiente, disuelva en agua y neutralice con solución de clorato de sodio, dejando reposar un día, al cabo del cual pueden eliminarse

K 2 Cr0 4 , Na2Cr2O7> etc.

Cianuros: KCN, NaCN, etc.

115




Sustancia

Riesgo


Fluoruros: KF

Tóxicos si se ingieren, su polvo irrita la piel, los ojos y el sistema respiratorio

Formalina (solución de metal)

Tóxico por inhalación 0 al Aléjelo de toda fuente posible de Tragar. Irrita la piel, los ojos Ignición. Evite todo contacto, y el aparato respiratorio diluya y elimínelo con agua. Ventile bien la zona afectada y trátela con carbonato de sodio

Evite el contacto y diluya y elimine con abundante agua

Ácido fórmico: HCOOH

Causa quemaduras e irrita Lave bien con abundante agua y a piel, los ojos y el sistema trate con carbonato de sodio respiratorio

Fenol: C6H5OH

Tóxico por ingestión, se absorbe por la piel. Ocasiona quemaduras y daño grave en los ojos

Evite todo contacto, mezcle con arena y quémelo en lugar seguro

Metales de alcalinos: Li, Na, K, etc.

Al contacto con el agua reaccionan violentamente produciendo hidrógeno, que puede incendiarse violentamente

Na: neutralice lentamente con pequeñas cantidades de etanol en una campana de extracción y lejos de cualquier flama. Al cesar la reacción, se diluye con agua y se elimina. K: es más reactivo. Por ello debe primero dispersarse en glicerol, para que reaccione lentamente. Ya disuelto se agrega etanol y al terminar toda reacción, se diluye y elimina con abundante agua

Cloruro de aluminio:

Reacciona violentamente con el agua, produciendo HCI gaseoso que ocasiona desde irritación hasta quemaduras graves de la piel, los ojos y el sistema respiratorio

Mezcle con arena, diluya pequeñas cantidades de la mezcla en un gran volumen de agua y elimínelo

AICI3

116



Anexo D: Sustancias peligrosas


Sustancia

Riesgo

Óxidos y peróxidos:

Los óxidos y peróxidos de metales alcalinos reaccionan vigorosamente con el agua, formando soluciones alcalinas y un aerosol del hidróxido metálico en el aire

Se lava y desecha con abundante agua

Ácido clorhídrico: HCI

Vapor nocivo, causa quemaduras graves en piel, ojos y sistema respiratorio

Evite todo contacto e inhalación de sus vapores. Diluya con grandes cantidades de agua. Neutralice con carbonato sódico y lave con abundante agua

Ácido nítrico

Causa quemaduras e irritación. Agente oxidante muy fuerte que puede producir óxidos de nitrógeno muy tóxicos

Evite el contacto y la inhalación. Diluya con abundante agua y neutralice con carbonato sódico

Causa quemaduras graves y reacciona vigorosamente con el agua

Evite el contacto 0 la inhalación. Diluya con abundante agua y espolvoree carbonato sódico sobre cualquier derrame

HA

HNO 3

Ácido sulfúrico: H 2 SO 4

Hidróxido de amonio: Causa quemaduras graves; NH4OH es muy corrosivo e irritante de la piel y el sistema respiratorio

Evite el contacto y la inhalación. Diluya con abundante agua

Oxalatos

Tóxicos

Diluya con agua y elimine

Agua regia: consiste

Los riesgos de los ácidos, más la posibilidad de formación de vapor de cloruro de nitrosilio

Trátela como al HCI(conc}

en 4 partes de HCI (conc + 1 parte de HNO 3

117






REPORTE LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA I Alumno:

Práctica No:

Equipo:

Nombre:

Fecha: Objetivos:

1. Reacción o reacciones:

2. Introducción:

119




3. Sustancias peligrosas:

Precauciones recomendadas:

4. Experimentación y observaciones:

120




5. Resultados: Peso o volumen del o los productos:

Estado:

Fórmula:

P.M. (g/mol):

Color:

PfoPeb(°C):

Dato bibliográfico:

Otros:

Estructura:

Otras pruebas

• •

Datos espectroscopicos:

Cálculos:

121




6. Discusión:

7. Conclusiones:

Notas y sugerencias:

8.-Bibliografía:

Nota: Si requiere más espacio, anexe las hojas necesarias.

122





Manual de prácticas de química orgánica I se terminó de imprimir en noviembre del 2002 en la Sección de Impresiones y Diseño Gráfico de la UAM-I. La edición consta de 500 ejemplares.







Aunque el avance tecnológico en computación ha permitido resolver y predecir eventos cada vez más complejos de la naturaleza, ciencias como la química seguirán siendo básicamente experimentales. Sin embargo, parece ser que la importancia de la experimentación como fuente directa de conocimientos está siendo olvidada en los niveles que preceden a la universidad. Esto ha provocado en ocasiones que los cursos de química en este nivel sean un primer encuentro desagradable y complejo para muchos de nuestros estudiantes, no solo con la química sino con otras ciencias. El presente Manual de Prácticas de Química Orgánica /pretende ser un encuentro conciliador, formativo y, en la medida de lo posible, una segunda oportunidad que ratifique la vocación de aquellos que contemplaron la química como su posible proyecto de vida. Hemos incluido aquí el material y equipo de laboratorio indispensable para trabajar en la escala tradicional o microescala, las operaciones básicas de extracción y purificación y las técnicas suficientes de caracterización, que van desde sencillas pruebas a la gota hasta la espectroscopia, que para este manual se limita a la espectroscopia en la región del infrarrojo.

ISBN:170-31-0052-X

9 789703

100521


MANUAL DE PRACTICAS DE QUIMICA ORGANICA I

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