MÉTODOS DE ESTUDIO DE LAS ENTEROPARASITOSIS

MÉTODOS DE ESTUDIO DE LAS ENTEROPARASITOSIS

IMPORTANCIA

2



Diagnóstico de enteroparasitosis sintomáticas, asintomáticas.



Diagnóstico diferencial de infecciones entéricas.



Diagnóstico diferencial con otras patologías del aparato digestivo.



Tratamiento específico.



Valoración de respuesta al tratamiento.



Prevención. ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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DIAGNÓSTICO DE ENTEROPARASITOSIS ETAPAS DEL DIAGNÓSTICO

Pre-analítica Analítica Post-analítica ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

DIAGNÓSTICO DE ENTEROPARASITOSIS

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MÉTODOS DIRECTOS: 

Coproparasitario



Coloraciones



Método de Graham - Espátula adhesiva



Sondeo Duodenal



Biopsia duodenal



Coproantígenos

MÉTODOS INDIRECTOS: 

En suero: anticuerpos séricos



Amibiasis invasiva, estrongiloidiasis,fasciolosis,esquistosomiasis, etc ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

ETAPA PRE-ANALÍTICA

ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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Indicaciones del examen parasitario 

Pacientes con sintomatología sugestiva; pacientes asintomáticos con antecedentes epidemiológicos relevantes; control o control post-tratamiento

Solicitud del examen parasitario 

Datos filiatorios del paciente



Datos clínicos (síntomas y signos, diagnóstico clínico presuntivo)



Antecedentes personales: inmunosupresión, viajes al exterior



Antecedentes familiares



Antecedentes ambientales (agua potable, saneamiento)



Tratamientos previos anti diarreicos, antiparasitarios, antibióticos etc. ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA


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Indicación de Régimen alimentario 

48 a 72 hs antes de realizarse el estudio (libre de frutas, verduras y grasas dado que estas preparaciones obstaculizan la visualización microscópica lo que puede conducir a resultados Falsos Negativos o Falsos Positivos).



Necesario?

Emisión 

Espontánea.



No en período menstrual, ni posterior a realización de estudio radiológico con bario. ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA


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Muestra de materia fecal 

Aproximadamente 50 grs (tamaño de una nuez) si heces formadas, o 10 a 15 ml si heces líquidas.



Rotular adecuadamente.



En recipiente de boca ancha, transparente y con tapa de rosca.



Emitidas recientemente o conservadas en heladera hasta 24 horas.



Evitar contaminación con orina para evitar deterioro de los parásitos.


ETAPA ANALÍTICA


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COPROPARASITARIO

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DEFINICIÓN 

Conjunto de técnicas diagnósticas complementarias que permiten la identificación de la mayoría de las enteroparasitosis causadas por protozoarios y helmintos intestinales o de aquellos que si bien tienen una localización tesidual sus huevos se eliminan en las materias fecales.



Se debe tener en cuenta a la hora de su indicación que esta metodología es útil para protozoarios y helmintos cuyas formas evolutivas se eliminan con las materias fecales: 

Trofozoítos



Quistes



Ooquistes



Huevos



Larvas



Adultos ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

EXAMEN COPROPARASITARIO SERIADO

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

Se considera que muestras únicas solo permiten un diagnóstico positivo en un 60% aprox. de las materias fecales con parásitos (debido a que en los ciclos de los parásitos alternan períodos negativos de eliminación de quistes) *



Esquemas sobre la secuencia de recolección de materia fecal para realizar el examen coproparasitario. Los más usados son: 

3 muestras seriadas en días alternos



3 muestras separadas por intervalos de una semana entre sí

* Manual de Toma de muestras para estudio Bacteriológico y Micológico. ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

Departamento de Laboratorio Clínico. Hospital de Clínicas. 2004.

EXAMEN MACROSCÓPICO

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

Consistencia: moldeada, pastosa, semilíquida, inhomogénea



Color: marrón, amarillo, macilla, negruzco, verdoso



Olor: “sui generis”, fétido, butírico



Presencia de elementos anormales: sangre, mucus, pus



Presencia de seudoparásitos



Búsqueda de parásitos macroscópicos


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

En el caso de hallar proglótides de Taenia: 

Dejar en agua destilada durante 24hs



Colocar el segmento sobre un recuadro de papel



Comprimir entre dos láminas



Observar las ramificaciones del útero



También se pueden teñir con Carmín Clorhídrico


EXAMEN MICROSCÓPICO

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

Examen directo de una pequeña porción de heces frescas



Examen después de aplicar un método de concentración



Examen de frotis o preparaciones permanentes

EXAMEN DIRECTO 

Suero Fisiológico



Lugol 

Objetivo 10 x



Objetivo 25-40 x



Habitualmente no se emplea objetivo de inmersión



Importante: No diluir demasiado las muestras ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

EXAMEN MICROSCÓPICO

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DIRECTO EN FRESCO CON SUERO FISIOLÓGICO Y LUGOL Inconvenientes: 

Escaso material, por lo que es necesario la realización de técnicas de Enriquecimiento o Concentración (Ritchie, Faust, Sheater)

Ventajas: 

Movilidad de trofozoítos, células intestinales, células inflamatorias, mala absorción.


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MÉTODOS DE ENRIQUECIMIENTO O CONCENTRACIÓN

Aumentan el número de parásitos a partir de un volumen conocido.

Procedimientos por Sedimentación Procedimientos por Flotación

Procedimientos Biológicos ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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TÉCNICAS DE ENRIQUECIMIENTO O CONCENTRACIÓN MÉTODOS FÍSICOS o Dilución minuciosa de heces en líquido o solución de densidad: o Inferior a la de los parásitos (Técnicas de sedimentación) o Superior a la de los parásitos (Técnicas de flotación) o Ventajas: o Realización muy simple o Precisan poco material o Inconvenientes: o Procesos largos o Exigen mucha manipulación o No aplicables a series grandes de muestras ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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MÉTODOS FÍSICOS

SEDIMENTACIÓN SIMPLE • Espontánea


SEDIMENTACIÓN CENTRIFUGACIÓN • Ritchie (formol-éter) • Telemann (éterácido clorhídrico) • Carles y Barthélémy (éter-ácido cítrico)

TÉCNICAS DE ENRIQUECIMIENTO POR SEDIMENTACIÓN

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

Basados en la utilización de suero fisiológico (SF) y otras soluciones de baja densidad.



Se recuperan huevos, larvas, ooquistes y quistes del fondo de un tubo en el que se depositan por ser más densos.

SEDIMENTACIÓN SIMPLE 

Lentos y poco prácticos



Mayor utilidad para huevos de trematodos

SEDIMENTACIÓN /CENTRIFUGACIÓN 

Se destaca el método de Ritchie (con formol y éter o acetato de etilo), que es el más usado en los laboratorios de nuestro medio ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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SEDIMENTACIÓN SIMPLE o Homogeneizar 2 a 5 gr de heces (10-20 gr) en 10 ml de SF o agua. o Colocar la dilución en tubo cónico de 50 ml, filtrando a través de gasa. o Completar el volumen con SF o agua de la canilla.

o Agitar y dejar reposar por 45 minutos. o Desechar sobrenadante.

o Resuspender con SF o agua de la canilla. o Dejar sedimentar 45 minutos.

o Desechar sobrenadante. o Repetir esta operación varias veces, hasta que el sobrenadante quede transparente. o Tomar con pipeta el material sedimentado. o Hacer tres tomas: o Superficie o Media altura ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA o Fondo

Sensibilidad 55%

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MÉTODO DE RITCHIE SEDIMENTACIÓN-CENTRIFUGACIÓN

o Homogeneizar materia fecal con SF (aprox. 25 ml). o Filtrar suspensión por embudo con triple gasa a tubo de centrífuga de fondo cónico. o Centrifugar a 2300 rpm por 1 min, descartar sobrenadante, resuspender con SF y agitar con varilla de vidrio. o Centrifugar nuevamente a 2300 rpm por 1 min, repitiendo hasta 3 veces o hasta obtener un sobrenadante límpido. o Agregar al sedimento obtenido 3 a 5 ml de formol al 10%, homogeneizando con varilla o pipeta Pasteur. o Dejar reposar por 5 min con fines de fijación. o Agregar 1 ml de éter o acetato de etilo, agitar vigorosamente el tubo tapado para extraer las grasas. o Centrifugar tubo a 1500 rpm durante 2 min. o Descartar sobrenadante y limpiar la boca del tubo con hisopo de algodón. o Tomar con pipeta el sedimento obtenido . o Depositar sobre lamina y laminilla con SF y lugol parasitológico. ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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MÉTODO DE RITCHIE

Éter Restos vegetales y grasa

Formol 10%

Sedimento (Parásitos) ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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EQUIPOS COMERCIALES DE SEDIMENTACIÓN - CENTRIFUGACIÓN Aspectos comunes • Unidades de filtración • Limpios • Bioseguridad


Diferencias • Tubos • Con o sin conservantes • Con o sin surfactante • Cucharitas • Hisopos • Bolsas

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FECAL PARASITE CONCENTRATOR JUMBO EVERGREEN ®

• Remplaza embudo y gasa. • Los orificios del filtro permiten pasar larvas, huevos, quistes y retienen la mayor parte de los desechos fecales. • Surfactante Tritón x-100, disuelve y disgrega las heces y el mucus. ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

TÉCNICAS DE ENRIQUECIMIENTO POR FLOTACIÓN

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FLOTACIÓN SIMPLE • Bass

FLOTACIÓN CENTRIFUGACIÓN • Faust (Sulfato de Zinc) • Sheater modificado (azúcar). Para coccidios • Bailinger (Éter y Sulfato de Zinc) • Quinn (Sulfato de Magnesio)


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TÉCNICAS DE CONCENTRACIÓN FLOTACIÓN

Los elementos parasitarios se recogen de la superficie de un líquido denso al cual ascienden por su menor peso específico. Características a considerar: Densidad solución empleada, densidad de parásitos, concentración en superficie. Importante: • Manipular rápidamente • Posible alteración en la morfología de los huevos

Película superficial

Sulfato Zinc

Sedimento ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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MÉTODO DE BAERMANN TÉCNICAS BIOLÓGICAS DE CONCENTRACIÓN

Basados en el conocimiento del ciclo vital del parásito



MÉTODO DE BAERMANN 

Apropiado para el diagnóstico de Estrongiloidiasis (aprovechando la termofilia e hidrofilia de las larvas de Strongyloides stercoralis)


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MÉTODO HARADA - MORI TÉCNICAS BIOLÓGICAS DE CONCENTRACIÓN



Busca embrionar huevos de trematodes y cestodes.



Larvas de nematodes.



Strongyloides stercoralis


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TÉCNICAS PARA RECUENTO DE HUEVOS



Intensidad de infección de helmintos transmitidos por el suelo.



Cuantifican el número de huevos por gramo de materia fecal.



Recuento en placa microscópica.



Técnica de Kato – Katz.


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COLORACIONES Coloraciones temporarias  Lugol, Clorazol, Tionina

Coloraciones permanentes (Frotis)  Ziehl Neelsen modificado o Kinyoun para diagnóstico de

coccidiosis intestinales (Criptosporidiosis, Isosporosis, Ciclosporosis)  Hematoxilina Férrica para amibiasis

 Tricrómica y Gram Cromotrope para microsporidiosis ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

COLORACIÓN DE KINYOUN

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ZIEHL NEELSEN MODIFICADO EN FRÍO 

PARA COCCIDIOS INTESTINALES 

Fijación frotis: Metanol por 30 seg



Tinción: 5 min (frío) con solución de Fucsina básica





Fucsina básica 4 g



Fenol 8 g



Etanol (95%) 90 ml



Agua destilada 100 ml

Lavado 

Etanol 50%: 3-5 min



Agua corriente



Decoloración: Ácido sulfúrico 1% por 2 min



Contracoloración: Verde de Malaquita o Azul de Metileno por 1-2 min ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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OTROS EXAMENES DIRECTOS PARA DIAGNÓSTICO DE ENTEROPARASITOSIS

EXAMEN DIRECTO DE LÍQUIDO DUODENAL o Se obtiene por sondeo duodenal o con cápsula entérica o test del cordón o “Enterotest” o Observación o Fresco (directo o tras centrifugación) o Frotis coloreados o Utilidad / Rendimiento o Trofozoítos de Giardia lamblia

o Ooquistes de Isospora y Cryptosporidium o Huevos de Fasciola hepatica o Larvas de Strongyloides stercoralis ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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ELEMENTOS NO PARASITARIOS EN LAS HECES o Restos alimenticios semi-digeridos o Células epiteliales (mucosa intestinal) o Células sanguíneas • Leucocitos (úlceras intestinales) • Macrófagos  amebas patógenas • Hematíes

o Bacterias o Hongos ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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ELEMENTOS NO PARASITARIOS EN LAS HECES

Restos alimenticios o Tejido conjuntivo

o Fibras musculares estriadas (carne) o Grasas neutras  Glóbulos refringentes tamaño variable

o Ácidos grasos  Agujas finas o Almidón o Crudo: Granos en capas concéntricas o Células reserva amilácea o Celulosa o Digerible: Masas celulósicas (células reserva) o No digerible: Traqueadas, pelos vegetales, polen etc. ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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ELEMENTOS NO PARASITARIOS EN LAS HECES Cristales o Origen alimentario (oxalato de calcio) o Endógeno (Ox. calcio, fosfato amónicomagnésico, Charcot-Leyden) o Medicamentos


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MÉTODO DE ESPÁTULA ADHESIVA TÉCNICA DE GRAHAM

o Oxiurosis o Enterobiosis (Enterobius vermicularis) o Observación microscópica del material recogido de la zona perianal, por aplicación de una superficie adhesiva. o La cinta se dispone sobre un soporte rígido, con la superficie adhesiva hacia el exterior. o Se aplica varias veces sobre la piel de la región perianal sin introducir en el recto. o Se envía al laboratorio y se observa al microscopio (10X).

IMPORTANTE o Realizar la toma de muestra a 1ª hora por la mañana, antes de levantarse de la cama, durante 3 mañanas consecutivas ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

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MÉTODO DE GRAHAM DIAGNÓSTICO OXIURIOSIS


ETAPA POST-ANALÍTICA


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ETAPA POST-ANALÍTICA

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

Validación



Informe correcto de los resultados



Importancia de la buena comunicación con el médico clínico



Observaciones, orientaciones y sugerencias


METODOLOGÍA

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COLORACIONES

MACROSCÓPICO

• Ziehl Neelsen • Tricrómica • H. férrica

• Nematodes • Platelmintos

ENRIQUECIMIENTO

COPROPARASITARIO

• Quistes de patógenos: • Primarios • Oportunistas • Discutidos

EXAMEN DIRECTO

• Huevos • Larvas

• Trofozoítos • B. hominis

ESPÁTULA ADHESIVA ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

COPROANTÍGENOS • G. lamblia • Crypto. spp • E. histolytica

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ORIENTACIÓN CLÍNICA EOSINOFILIAS: CPs+EA DOLOR ABDOMINAL: CPs+EA

DIARREA DEL ADULTO: CP

SÍNTOMAS INESPECÍFICOS: CP+EA

CUADROS CLÍNICOS VINCULADOS A ENTEROPARASITOSIS

DIARREA DEL VIAJERO: CP+ZN INMUNODEPRIMI DOS CON DIARREA: CPs+ZN+TRIC+CA g+CAcp ASIST.DRA.MARÍA JOSÉ CABRERA

DIARREA CRÓNICA CON MALABSORCIÓN: CPs+CAg

DIARREA AGUDA INFANTIL,DIARRE A PROLONGADA: CP+ZN

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MUCHAS GRACIAS


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